содержание   ..  30  31  32  33  34  35 

Глава 35

АНЕСТЕЗИЯ У ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ ЖИВОТНЫХ

Прогресс современной медицины во многом обязан экспериментальным исследованиям. В полной мере это относится к хирургии, анестезиологии и реа-ниматологии, бурное развитие которых немыслимо без многочисленных слож-нейших острых опытов. Тем не менее клиническая анестезиология все еще зна-чительно опережает разработку методов анестезии у экспериментальных жи-вотных.

Приказом Министерства высшего образования СССР № 724 от 1984 г. ут-верждены Правила проведения работ с использованием экспериментальных жи-вотных. Аналогичные правила действуют в учреждениях Министерства здраво-охранения РФ и Академии медицинских наук России. В нашей стране и за ру-бежом запрещено проведение опытов без адекватной анестезии, в условиях то-тальной миорелаксации без обезболивания и др. Авторы, публикуя свои резуль-таты, должны указывать не только вид и количество использованных животных, но и применявшиеся виды обезболивания и эвтаназии.

Вместе с тем опыт высококвалифицированного анестезиолога-клинициста часто оказывается недостаточным для решения задач, которые возникают при анестезиологическом обеспечении современных хирургических, патофизиоло-гических, анестезиологических и других экспериментов. Это связано со значи-тельными физиологическими особенностями животных различных видов и по-род, возраста и пола, различиями в переносимости общей анестезии и чувстви-тельности к анестезиологическим препаратам, особыми методическими прие-мами, аппаратурой и инструментарием, использование которых необходимо. Незнание или недоучет этих особенностей могут обусловить выраженные на-рушения гомеостаза у животных, что в свою очередь затрудняет или делает не-возможной правильную интерпретацию результатов исследований.

Оценка исходного состояния животного как объекта для общей ане-стезии. Отбор и подготовка животных к проведению эксперимента имеют важ-ное значение. Выбор животных того или иного вида зависит прежде всего от за-дач, стоящих перед экспериментатором. Хирургические опыты, как правило проводят на крупных животных (собаки, телята, обезьяны, свиньи), в то время как для изучения фармакологических препаратов более удобны мелкие лабора-торные животные (мыши, крысы, морские свинки). Определенные ограничения в выборе животных возникают в связи с размерами, оснащенностью и санитар-но-техническими условиями лабораторий. Принципиально возможно моделиро-вание разнообразных патофизиологических состояний у животных разных ви-дов вплоть до рептилий. Однако в настоящее время накоплен опыт, который по-зволяет осуществить наиболее адекватный целям эксперимента выбор доступ-ных животных.

Так, на собаках наиболее целесообразно изучать влияние ингаляционных и неингаляционных анестетиков на гемодинамику большого и малого кругов, эффекты разнообразных фармакологических средств при общей анестезии, па-тофизиологию искусственного кровообращения, метаболизм миокарда и легких, различные варианты клинической смерти и оживления, ИВЛ и др. Собаки оста-ются наиболее часто изучаемыми лабораторными животными [Осипов В.П., 1976; Степанян Е.П. и др., 1978; Герасимов Н.М. и др., 1983; Гиммельфарб Г.Н., Пермяков Н.К. и др., 1983; Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Однако при выборе собаки в качестве объекта эксперимента следует помнить, что беспородные собаки бо-лее выносливы в отличие от породистых, которые высокочувствительны к об-щим анестетикам и другим фармакологическим препаратам, плохо переносят хирургическую травму в условиях лабораторного содержания. Для сложных и длительных хирургических экспериментов более подходят молодые (2—5 лет) беспородные собаки.

На кошках и кроликах чаще всего изучают фармакологические эффекты анестетиков, анальгетиков и миорелаксантов, влияние их на центральную и пе-риферическую нервную систему, изменения мозгового кровотока и метаболиз-ма в условиях общей анестезии, закономерности восстановления мозговых структур при реанимации, анальгетические эффекты перидурально вводимых препаратов [Гиммельфарб Г.Н., 1984; Сачков В.И. и др., 1986; Aoki M. et al., 1986; Gibbin J. P. et al., 1986; Sheller M. et al., 1986].

Крысы и мыши являются удобной моделью для изучения аналгезирую-щих и нейролептических препаратов, токсических и тератогенных эффектов анестетиков, влияния последних на метаболизм мозга, печени и других органов [Vina J. et al., 1986; Wood M. et al., 1986]. Достаточно часто на мелких лабора-торных животных моделируют также различные варианты клинической смерти и оживления организма [Пермяков Н.К. и др., 1983].

Подготовку экспериментальных животных к общей анестезии следует на-чинать с внешнего осмотра. При этом можно составить определенное представ-ление о физическом состоянии животного, обнаружить дефекты, связанные с его содержанием. Внимание следует обращать на возраст и поведение животно-го, его упитанность и массу тела, состояние глаз, зубов, кожного покрова, шер-сти, частоту и характер дыхания, интенсивность слюноотделения. Например, возраст собак можно ориентировочно определить по зубам, которые к 4—5 го-дам утрачивают белизну и начинают стираться. Кроме того, для молодых жи-вотных характерно горизонтальное направление роста шерсти на бедрах.

Тщательный осмотр помогает выявить признаки заболеваний, которые нередки у лабораторных животных. Многие животные страдают хроническими заболеваниями дыхательных путей и почек, специфическими инфекциями. Описаны даже случаи приобретенных пороков сердца [Holland A., 1973]. Для хронических экспериментов целесообразно отбирать животных, прошедших 10— 12-дневную обсервацию. В этом периоде они имеют возможность адапти-

роваться к условиям содержания в виварии, рациону питания. Их вакцинируют против чумы, вирусного гепатита, осуществляют некоторые лабораторные ис-следования (анализ крови). На протяжении всего времени обследования необ-ходим постоянный контроль за общим состоянием животного с целью выявле-ния возможных настораживающих изменений или признаков заболевания.

Физикальное обследование животных вызывает естественные затрудне-ния у анестезиолога-клинициста. Вместе с тем при составлении плана анесте-зиологического пособия экспериментальным животным необходимо знать осо-бенности системы внешнего дыхания и кровообращения особей различных ви-дов. Такие знания не только помогают выявить животных с каким-либо заболе-ванием, но и оценивать адекватность общей анестезии. В табл. 35.1 приведены некоторые данные о параметрах внешнего дыхания и кровообращения основ-ных лабораторных животных.

Таблица 35.1. Средние величины дыхания и кровообращения у здоровых экспериментальных животных в норме [Гиммельфарб Г.Н., 1984]

У некоторых животных в исходном состоянии наблюдаются сдвиги гомео-стаза вследствие недиагностированных или перенесенных заболеваний. Такие сдвиги, в частности, могут быть выявлены при изучении КОС и газового состава крови (табл. 35.2). Кроме того, эти данные помогают оценить адекватность проводи-мой общей анестезии и ИВЛ.

Таблица 35.2. Показатели КОС и газообмена у некоторых лабораторных животных

[Merin R. L. et al., 1976; Reitan J. et al., 1977; Sevege Т , Bloggy P., 1973]

При выборе объекта эксперимента и подготовке к анестезиологическому пособию и ИВЛ необходимо учитывать некоторые анатомо-физиологические особенности животных различных видов. Например, у собак очень тонкая плев-ра, поэтому при вскрытии в ходе эксперимента одной из плевральных полостей часто возникает двусторонний пневмоторакс [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Сложная анатомия дыхательных путей у кроликов затрудняем интубацию трахеи и ИВЛ, однако у них от грудины к перикарду идет мембранозная перего-родка, которая дает возможность создать доступ к органам средостения без пневмоторакса [Holland A., 1973]. Кроме того, у животных этого вида отсутст-вует рвотный центр и не возникает соответствующая реакция па рвотные сред-ства.

У жвачных животных сильно развиты бронхиальные железы, поэтому вещества, усиливающие их секрецию, следует использовать с особой осторож-ностью. Напротив, у свиней бронхиальные железы мало чувствительны к сти-мулирующим фармакологическим препаратам [Мозгов И. Е., 1979].

Истощенные животные значительно хуже переносят общие анестетики и другие лекарственные средства, поэтому если анестезиологическое пособие приходится оказывать плохо упитанному животному, дозы препаратов для пре-медикации и анестетиков должны быть снижены. Это относится и к утомлен-ным животным. В связи с этим за 4—6 дней до эксперимента животное следует перевести на высококалорийное питание. Для повышения резистентности к ин-фекции в рацион собак целесообразно включать пищевые дрожжи (около 100 г в сутки) и рыбий жир (20 г). Перестают кормить животных за 15—18 ч до экс-перимента.

Анестезиолог, проводящий пособие, должен дифференцированно подби-рать дозы медикаментозных средств для особей разного возраста. Указанные в специальной литературе и настоящем руководстве дозы препаратов (см. ниже) используются, как правило, у половозрелых молодых животных. Старые жи-вотные значительно хуже переносят общую анестезию, особенно с использова-нием мощных ингаляционных анестетиков, например фторотана. У старых со-бак, особенно породистых, комбинированную анестезию рекомендуется прово-дить ингаляционными и неингаляционными анестетиками в небольших дозах в сочетании с наркотическими анальгетиками. При этом удается снизить токсиче-ский эффект препаратов [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Определенные сложности могут возникнуть при работе с неполовозрелыми животными, которые чрезвы-чайно чувствительны к анестезиологическим средствам. В подобных ситуациях многое зависит от индивидуального опыта экспериментатора, умения подобрать минимальную эффективную дозу анестетика.

Для экспериментальных моделей в хирургии, анестезиологии и реанима-тологии половые отличия не имеют существенного значения, поскольку особи разного пола практически одинаково реагируют на разнообразные медикамен-тозные средства. Однако у беременных животных симпатомиметики и вещест-ва, вызывающие увеличение притока крови к сосудам тазовой области, могут обусловить аборт.

Наконец, не следует забывать об изменениях эмоционального состояния животных при переводе из вивария в непривычную обстановку операционной, в ответ на подготовительные манипуляции (привязывание, подключение датчи-ков, венепункция и т.д.). Нежелательные реакции эффективно предотвращает адекватная премедикация. Однако в ряде случаев эксперимент необходимо про-водить без премедикации. Избежать гемодинамических и метаболических сдви-гов у подопытных животных можно, осуществляя предварительную тренировку в условиях операционной на протяжении 2 нед [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Фармакологические средства, применяемые для общей анестезий у экспериментальных животных. Для проведения анестезиологического посо-бия экспериментальным животным в настоящее время используют широкий на-бор лекарственных средств, традиционных для клинической анестезиологии. С практической точки зрения наиболее важны сведения об оптимальных дозах препаратов для премедикации, вводной и основной анестезии у определенного вида животных (табл. 35.3).

Атропин широко используют для премедикации В целом действие атро-пина на животных аналогично его эффекту у человека. Он угнетает саливацию и секрецию носоглоточной слизи, расширяет бронхиолы, дает положительный хронотропный эффект, быстро всасывается при подкожном введении, оказывает достаточно широкое терапевтическое действие. Мелкие млекопитающие менее чувствительны к атропину, чем крупные животные и человек

Таблица 35.3. Препараты, используемые для анестезиологического пособия у экспериментальных животных

Примечание в/в — внутривенно; в/м — внутримышечно; и/п — интраперитоне-ально; в/б — внутрибрюшинно, п/к — подкожно, пр — прсмедикация; ан.— анестезия.

Морфин в экспериментальной анестезиологии используют для премеди-кации. У большинства животных он вызывает эйфорию, дает седативный эф-фект. Анальгетические свойства морфина различны у животных разных видов [Мозгов И.Е., 1979]. Препарат легко всасывается из подкожной жировой клет-чатки. Возможно внутримышечное введение его. У некоторых животных дейст-вие морфина имеет специфические особенности. Так, у кошек легко возникает передозировка, сопровождающаяся картиной «маниакального возбуждения»: обостряются зрение, слух, осязание, затем возникает беспокойство, возрастают подвижность и агрессивность. Вслед за этим чувствительность снижается, раз-виваются судороги, которые являются предвестниками гибели животного.

У собак морфин наряду со снижением болевой чувствительности вызыва-ет усиление саливации, рвоту и дефекацию, что обусловливает целесообраз-ность его введения за 30—40 мин до предстоящей анестезии. Таким образом, с одной стороны, морфин обеспечивает быстрое и хорошо контролируемое опо-рожнение желудка и кишечника, что страхует от рвоты и регургитации при вводной анестезии. С другой стороны, препарат может вызвать быстрое обезво-живание, метаболический ацидоз и депрессию дыхания. Отрицательные свойст-ва морфина можно несколько ослабить сочетанным применением атропина. Тем не менее использование морфина в экспериментальной анестезиологии, особен-но в качестве компонента для поддержания общей анестезии, следует ограничи-вать [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. В качестве антагониста при передозировке мор-фина используют налорфин или аналогичные препараты.

Промедол можно включать в схему премедикации кошек и собак вместо морфина. Препарат менее токсичен, в меньшей степени угнетает дыхание, од-нако обладает более слабыми анальгетическими свойствами. Может вводиться подкожно, внутримышечно и внутривенно.

Достаточно широкое распространение в современной экспериментальной анестезиологии получил метод нейролептаналгезии, препараты для которой мо-гут использоваться как в качестве премедикации, так и для поддержания общей анестезии у различных животных. Как правило, фентанил и дропе-ридол вводят одновременно. У крупных животных, если планируется ИВЛ, осуществляют внутривенное введение. У мелких животных препараты для нейролептаналгезии можно применять внутриперитонеально с сохранением спонтанного дыхания. Показано, что использование для премедикации у собак с массой тела от 18 до 25 кг фентанила в количестве 6—8 мл 0,05% раствора и дроперидола в количе-стве 8—10 мл 0,25% раствора обеспечивает выраженный седативный эффект без существенных нарушений дыхания и кровообращения, но аналгезия при

этом выражена умеренно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Введение фентанила без дроперидола вызывает у собак нежелательные изменения гемодинамики малого круга.

Аминазин у животных дает нейролептический эффект (расслабление ске-летной мускулатуры, снижение реакций на внешние раздражения, болевой и тактильной чувствительности, сон). Однако, как и у человека, у большинства экспериментальных животных после введения аминазина развиваются тахикар-дия и артериальная гипотония. Препарат используют для премедикации у раз-личных животных — кошек, собак, свиней, травоядных, причем последние наи-более чувствительны к нему. Седативный эффект аминазина усиливается при комбинировании с антигистаминными препаратами. Однако отрицательное влияние на гемодинамику ограничивает использование аминазина, особенно у ослабленных, истощенных и старых животных.

Диазепам в последние годы нашел применение как для премедикации, так и для вводной анестезии у собак. Внутривенное введение 5—10 мг препарата сопровождается снижением артериального давления (не более 15% от исходно-го) при практически неизмененных частоте сердечных сокращений, минутном и ударном объемах сердца [Бунятян А.А. и др., 1983]. В ряде случаев после внут-ривенного введения диазепама можно произвести интубацию трахеи без допол-нительного введения барбитуратов и миорелаксантов [Гиммельфарб Г Н 1984].

В экспериментальной анестезиологии для индукции в анестезию различ-ных животных широко используют производные барбитуровой кислоты. Досто-инства и недостатки этих препаратов, выявленные при клинических исследова-ниях, характерны и при использовании в эксперименте.

Этаминал-натрий (пентобарбитал) используют как у мелких живот-ных (внутримышечно, интраперитонеально, внутрибрюшинно), так и у крупных (как правило, внутривенно). У собак обычно используют 6,5—7% раствор пен-тобарбитала. В качестве растворителя применяют смесь изотонического раство-ра натрия хлорида (стабилизатор) и пропиленгликоля в количестве '/ю объема изотонического раствора натрия хлорида. Такая методика дает возможность приготовить заранее большое количество раствора и хранить его в холодильни-ке. Внутривенно раствор вводят медленно. Животное засыпает через 1—2 мин. Анестезия продолжается длительное время. В редких случаях требуется по-вторное введение препарата (5—10 мг/кг). Полное пробуждение наступает через 24—26 ч. При пробуждении бывает рвота.

Фенобарбитал используют в ряде случаев для обезболивания мелких жи-вотных. Препарат вводят в виде раствора интраперитонеально в дозе 45— 50 мг/кг или внутривенно в дозе 30—35 мг/кг. Длительность анестезии может дос-тигать 8 ч.

Тиопентал-натрий и гексенал используют для премедикации, вводной анестезии, а также в ряде случаев для поддержания анестезии. Мелким млеко-питающим их можно вводить интраперитонеально и внутривенно, крупным, как

правило, внутривенно. У собак возможны премедикация и индукция в анесте-зию путем внутримышечного введения 400—1000 мг тиопентал-натрия. Чаще препараты используют в виде 1—2,5% раствора, вводимого внутривенно. Жи-вотное засыпает через 1—2 мин. Продолжительность анестезии 20—45 мин. Описана индукция в анестезию путем введения 2,5% раствора гексенала внут-ри-плеврально или внутрилегочно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Наркотический эффект при этом достигается почти мгновенно, однако резко выражена депрес-сия дыхания. Длительная внутривенная анестезия с помощью капельной инфу-зии 2,5% раствора одного из препаратов технически проста и эффективна. Од-нако стабильный уровень анестезии можно поддержать, только имея достаточ-ный опыт работы с этими общими анестетиками. При повторных введениях препаратов период выхода животных из состояния анестезии удлиняется. Во всех случаях применения тиопентал-натрия или гексенала у крупных млекопи-тающих необходимо предусмотреть возможность интубации трахеи и ИВЛ.

Натрия оксибутират и пропанидид применяют для общей анестезии жи-вотных относительно редко. Возможна индукция в анестезию путем внутривен-ного введения их кошкам, собакам, свиньям. Наркотическое состояние развива-ется относительно медленно, поэтому целесообразно сочетание названных пре-паратов с анальгетиками или атарактиками (пропанидид и фентанил, натрия ок-сибутират и диазепам).

Кетамин в настоящее время нашел широкое распространение для обезбо-ливания экспериментальных животных. Начало кетаминовой анестезии у мы-шей и крыс сопровождается кратковременным снижением артериального дав-ления, которое затем сменяется подъемом. Частота сердечных сокращений уве-личивается. Существенных изменений дыхания у этих видов животных не про-исходит [Severe Т., Bloggy С., 1973J. Депрессия дыхания и сердечной функции возможна у морских свинок [Chamberlain I. et al., 1981]. У собак кетамин явля-ется одним из лучших препаратов для премедикации. Внутримышечное введе-ние 50—100 мг кетамина с 15—20 мг диазепама обеспечивает достаточно глу-бокий сон; при этом существенных сдвигов дыхания и кровообращения не про-исходит. Внутривенное введение при индукции в анестезию у собак сопровож-дается сохранением спонтанного дыхания, повышением частоты сердечных со-кращений, умеренным увеличением сердечного выброса и артериального дав-ления, некоторым подъемом давления в легочной артерии. Однако для интуба-ции трахеи необходимо введение деполяризующих миорелаксантов, так как со-храняются рефлексы гортани и надгортанника [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Гемо-динамический эффект кетамина снижается при сочетанием использовании его с диазепамом. После внутримышечного введения достаточно эффективная ане-стезия длится 25—30 мин. Поддержание общей анестезии возможно с помощью дробного внутривенного введения небольших доз (2—3 мг/кг). В последние го-ды кетамин находит все более широкое применение для анестезиологического обеспечения экспериментов на крупных животных (телята, свиньи, лошади и

др.). Апробировано его эпидуральное введение у лабораторных животных [Сач-ков В.И. и др., 1986].

Этомидат апробирован для общей анестезии у мышей [Gomwolk N., Heal-ing Т., 1981]. Его можно вводить внутривенно или внутрибрюшинно в растворе пропиленгликоля (2 мг на 1 мл раствора).

Альтезин успешно используют для общей анестезии у мелких и средних лабораторных животных [Davis В., 1976; Bailey С. et al., 1977]. Альтезин не ока-зывает существенного влияния на артериальное давление, но может уменьшать частоту пульса у крыс. В организме мышей и кроликов он подвергается быст-рому метаболизму, при повторных введениях не вызывает кумуляции.

Рациональное использование миорелаксантов в экспериментальной ане-стезиологии представляет собой достаточно сложную задачу. По сравнению с человеком животные значительно более чувствительны к этим препаратам. При введении миорелаксантов животным более выражена ганглионарная блокада, происходит значительный выброс гистамина. Их использование целесообразно и оправдано при многокомпонентной общей анестезии, т.е. тогда, когда необхо-дима релаксация поперечнополосатой мускулатуры при обязательной ИВЛ. Применяя миорелаксанты у экспериментальных животных, следует помнить, что они не подавляют функций ЦНС и не обладают анальгетическими свойст-вами. Например, интубация трахеи у собак после введения деполяризующего миоре-лаксанта без анестезии сопровождается выраженными гемодинамиче-скими сдвигами [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Дитилин используют для интубации трахеи у разнообразных животных. При этом дозы, как правило, в 10 раз меньше, чем у человека. Необходимо учи-тывать, что введение дитилина или аналогичных препаратов (листенон, мио-релаксин, сукцинилхолин) даже в дозе 0,1 мг/кг может вызвать у собак пролон-гированную релаксацию.

Тубокурарина хлорид применяют в ряде случаев для обездвижи-вания мелких (крысы) и крупных (свиньи) лабораторных животных. Вводится внутри-венно, причем дозы у крыс соответствуют используемым в клинической прак-тике, а у свиней значительно выше [Сондоре А.А., 1978].

У различных животных можно использовать недеполяризующий миоре-лаксант диплацин. Для собак, кошек и кроликов рекомендуемая доза составляет 0,25—0,3 мг/кг [Мозгов И. Е., 1979].

Известно, что по сравнению с другими миорелаксантами у животных ме-нее выраженный ганглиоблокирующий и гистаминлибераторный эффект дает панкуроний. Тем не менее, особенно в хронических экспериментах, недеполя-ризующие миорелаксанты использовать не следует В частости, у собак они вы-зывают чрезвычайно длительное апноэ. Предполагают, что это явление связано с холинэстеразопенией [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

В экспериментальной анестезиологии используют большой набор жидких (хлороформ, эфир, фторотан, метоксифлуран, энфлуран, изофлуран) и газооб-

разных (закись азота, циклопропан) ингаляционных анестетиков. Вместе с тем значимость этих препаратов у лабораторных животных различных видов в на-стоящее время существенно пересмотрена. Все реже используют ингаляцион-ную моноанестезию. Клиническая картина такой общей анестезии у различных животных сходна и, как правило, сопровождается тяжелыми нарушениями жиз-ненно важных функций организма, особенно во время индукции [Мозгов И. Е., 1979]. В опытах на мелких и средних лабораторных животных использование ингаляционных анестетиков затруднено в связи с отсутствием специальных ис-парителей и дозиметров.

Хлороформ применяют для вводной и базисной анестезии у мышей, крыс, морских свинок, сурков, хомяков. Животных помещают под стеклянный коло-кол, где находится вата, смоченная анестетиком. Естественно, в таких условиях точное дозирование невозможно и летальность животных может быть высока. До недавнего времени хлороформ достаточно широко использовали в ветери-нарной практике [Мозгов И. Е., 1979]. Установлено, что свиньи относительно хорошо переносят анестезию хлороформом в отличие от собак и лошадей. У со-бак в.1 стадии анестезии возможна смерть вследствие рефлекторной остановки сердца и дыхания. Описана методика поддержания общей анестезии у собак с помощью 1,2—1,5 об.% хлороформа при газовом потоке 6 л/мин (4 л закиси азота и 2 л кислорода), обеспечивающая адекватную защиту организма живот-ных от значительной операционной травмы [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Тем не менее хлороформ чрезвычайно токсичен как для животных, так и для экспери-ментатора. Его использование должно быть строго ограниченным. Эфир для наркоза менее токсичен, чем хлороформ, оказывает более широкое терапевти-ческое действие. У мелких лабораторных животных используется аналогично другим ингаляционным анестетикам. У собак может быть применен для индук-ции в анестезию (5—6 об.% в потоке закиси азота с кислородом в соотношении 2:1). При этом остается достаточно выраженной стадия возбуждения, возможны гипертензия, тахикардия, различные аритмии. Для поддержания анестезии не-обходимо 2—4 об.% эфира в потоке закиси азота с кислородом. При использо-вании анальгетиков, гипнотиков, атарактиков можно снизить концентрацию эфира до 0,5—2 об.%. Тем не менее диэтиловый эфир все реже используют для анестезии из-за раздражения дыхательных путей, взрывоопасности, невозмож-ности применять диатермокоагуляцию.

Циклопропан обладает только одним преимуществом — быстрым введе-нием в анестезию и выходом из нее. Препарат дорог, взрывоопасен, применение его требует специального оборудования. Как и у человека, он вызывает сенси-билизацию миокарда к катехоламинам. Эти качества резко ограничивают ис-пользование циклопропана в экспериментах на животных.

Метоксифлуран, применяемый в экспериментальной анестезиологии, об-ладает рядом недостатков, главный из которых — медленное введение в анесте-зию и выход из нее. Методика применения аналогична таковой диэтилового

эфира. Основные преимущества при использовании у лабораторных животных: взрывобезопасность, отсутствие раздражающего действия на дыхательные пути и гиперсаливации, возможность поддержания постоянного уровня анестезии без интубации и ИВЛ. Вместе с тем у кошек метоксифлуран (1 об.%) в газовой сме-си существенно снижает влияние ауторегуляторных симпатических механизмов поддержания сосудистого тонуса, в связи с чем возможны нежелательные гемо-динамические реакции [Jrestedt L., 1975].

Фторотан является распространенным препаратом для ингаляционной анестезии у лабораторных животных, однако при использовании его необходи-мо иметь хорошо откалиброванный и точный испаритель. Установлены опти-мальные дозы фторотана для различных животных. Для ингаляционной общей анестезии у крыс необходимо 2—3 об.% фторотана в потоке смеси закиси азота с кислородом в соотношении от 1:1 до 3:1. Для индукции в анестезию собак и свиней необходимо 2—3 об.% препарата, подаваемого через специальную мас-ку. Для поддержания анестезии достаточно 1 об.%. При анестезии у крупных животных доза анестетика должна быть в 1,5—2 раза выше, но при этом может усиливаться отрицательное влияние, которое аналогично наблюдаемому в кли-нической анестезиологии (снижение артериального давления, брадикар-дия, уменьшение сердечного выброса).

Закись азота у лабораторных животных менее эффективна по сравнению с человеком и приматами. При использовании закиси азота в качестве единствен-ного анестетика очень трудно достичь необходимой глубины анестезии, если ее концентрация во вдыхаемой смеси менее 85%, а такие концентрации опасны. Однако положительные свойства закиси азота проявляются при сочетании ее с другими, более сильными ингаляционными анестетиками, например фторота-ном, или анальгетиками.

Для общей анестезии используют и некоторые другие неингаляционные (хлоралоза, уретан, аллобарбитал, дипидолор) и ингаляционные анестетики (трихлорэтилен, энфлуран, изофлуран) [Гиммельфарб Г.Н., 1984; Holland А., 1973; Folle I., Levensone R., 1976; Green M., 1976; Blitt С. et al., 1979]. При ане-стезиологическом обеспечении экспериментов на животных достаточно широко используют также антигистаминные препараты (димедрол, супрастин). Они да-ют умеренный седативный и гипнотический эффект, усиливают действие аналь-гетиков и атарактиков. У собак для премедикации в сочетании с фентанилом и дроперидолом достаточно эффективна доза димедрола 2—3 мг/кг внутримы-шечно. Телятам и овцам препарат можно вводить подкожно в количестве 0,3 мл/кг.

Особенности общей анестезии у экспериментальных животных. Со-баки. Анестезия у собак — хорошо разработанный раздел экспериментальной анестезиологии. Широкому использованию собак в экспериментах способству-ют их анатомо-физиологические особенности, размеры и возможность приме-нения той же наркозно-дыхательной аппаратуры, что и в клинических условиях.

Премедикацию у собак осуществляют с помощью комбинаций указанных выше препаратов. При использовании для премедикации морфина с атропином препараты следует вводить за 30—40 мин до операции подкожно в область шеи или бедра. Препараты для нейролептаналгезии вводят внутримышечно. При правильной премедикации собака становится вялой, сонливой, перестает реаги-ровать на человека, у нее появляется атаксия. Наблюдается высыхание кончика носа, снижается реакция на раздражение внутренней части ушной раковины. Пульс несколько учащается, дыхание становится ровным. Используя для пре-медикации морфин, следует помнить о возможности развития метаболического ацидоза. Особенности клинической картины эффективной премедикации зави-сят от использованных препаратов.

После премедикации подготавливают операционное поле (бритье, мытье кожи раствором мыла и антисептика). Животное фиксируют на операционном столе таким образом, чтобы иметь свободный доступ к крупной вене предпле-чья или голени Рекомендуется сразу же устанавливать игольчатые электроды для снятия ЭКГ и до индукции в анестезию — катетер в бедренную артерию для инвазивного измерения артериального давления. Если отмечается артериальная гипотония (90/50 — 80/50 мм рт. ст. и ниже), то перед вводной анестезией необ-ходимо осуществить внутривенную инфузию коллоидного плазмозаменителя (желатиноль, полиглюкин) в объеме 150 -400 мл в зависимости от массы тела животного. Для пункции и катетеризации у собак наиболее удобны головная вена, которая расположена на передней поверхности предплечья, и поверхност-ная вена, которая проходит сзади от икроножной мышцы по латеральной по-верхности голени. При необходимости возможна катетеризация наружной яремной вены.

Индукция в анестезию — один из наиболее ответственных этапов анесте-зиологического пособия у экспериментальных животных. Безусловно, гладкое течение этого периода является важной предпосылкой неосложненного течения эксперимента. Выбор препаратов для вводной анестезии у собак достаточно широк. Основными требованиями к технике индукции являются максимальная простота, быстрый наркотический эффект без выраженной депрессии дыхания и кровообращения, а также без развития у животных моторного возбуждения. По-сле наступления сна собаку укладывают на спину, вводят дитилин и осуществ-ляют интубацию трахеи. Как правило, эта процедура не сложна. Широко открыв пасть собаки с помощью марлевых держалок, окончатыми щипцами или языко-держателем захватывают язык и вытягивают его вперед и вверх. Затем корнцан-гом захватывают уздечку надгортанника и смещают его кверху, открывая при этом вход в трахею. Вводить интубационную трубку следует без особых уси-лий, чтобы избежать травмы слизистой оболочки гортани и трахеи. Сразу после интубации начинают ИВЛ. Для собак необходимы интубационные трубки больших размеров, используемые в клинике. Если при раздувании манжетки герметичность дыхательного контура не достигается, следует провести тампо-

наду трахеи большим марлевым тампоном, так как объем носогортано-ротоглотки у собак большой. Положение интубационной трубки контролируют аускультативно.

При индукции в анестезию с помощью ингаляционных анестетиков целе-сообразно использовать маски, специально приспособленные для собак (усе-ченный конус длиной около 15—20 см с основанием диаметром 8—15 см в за-висимости от величины морды собаки).

Период поддержания анестезии призван обеспечить достаточно надежную защиту организма животного от операционной травмы и поддержание гомеоста-за путем стабилизации кровообращения, газообмена и метаболизма. Достиже-ние медикаментозного сна, аналгезии, нейровегетативного торможения и мио-релаксации — основные компоненты базисной анестезии, которые могут быть обеспечены за счет достаточно широкого спектра современных препаратов. В хирургической стадии общей анестезии у собак отсутствуют роговичный и по-дошвенный рефлексы, зрачки сужены, гемодинамика стабильная. Для базисной анестезии у собак используют в основном те же анестезиологические средства, что и в клинической практике, за исключением миорелаксантов. Небольшой до-зы деполяризующего релаксанта, введенного во время индукции, как правило, достаточно для поддержания релаксации на протяжении 1,5—2 ч эксперимен-тального оперативного вмешательства.

При выходе из состояния общей анестезии основной задачей является бы-строе и полное пробуждение. Течение этого периода зависит от применявшихся при поддержании анестезии препаратов. Наиболее быстро собаки пробуждают-ся после фторотановой анестезии. В периоде пробуждения животное следует положить на бок. Эндотрахеальную трубку можно удалять только после восста-новления адекватного самостоятельного дыхания и рефлексов, особенно кашле-вого. Довольно часто во время пробуждения у собак наблюдается дрожь, что служит признаком охлаждения и остаточной медикаментозной блокады меха-низмов терморегуляции. В таком случае животное следует согреть под карка-сом. Из клинических признаков наибольшее значение имеет цвет языка, позво-ляющий быстро заподозрить гиповентиляцию и нарушения газообмена. Только после полного пробуждения и восстановления двигательной активности живот-ное можно перевести в клетку. В течение 1-х суток после операции собак нельзя кормить.

Лабораторные животные мелких и средних размеров. Для ингаляционной и неингаляционной анестезии у мелких лабораторных животных (мыши, крысы и др.) используют специальную аппаратуру и инструментарий, которые, как правило, разрабатывают и создают сами экспериментаторы. Описаны специаль-ные камеры, маски, техника интубации трахеи с помощью миниларингоскопов, тонкой полиэтиленовой трубки, языкодержателей, «лобной» бинокулярной лу-пы и др. [Коган А. Б., Шитов С. И., 1967; Bailey С. Р. et al., 1977; Reitan J. et al., 1976]. Крыс и мышей можно анестезировать, вводя препараты в хвостовую ве-

ну. Эти виды животных не нуждаются в премедикации, однако их следует пере-ставать кормить за 12 ч до эксперимента и все это время содержать в спокойной обстановке. Индукция в анестезию у крыс возможна с помощью подачи ингаля-ционного анестетика через специальные маски [Reitan J. et al., 1976].

Кошкам необходима премедикация, которая позволяет избежать стадии возбуждения. Неингаляционные препараты для анестезии кошкам можно вво-дить внутримышечно, внутриплеврально, внутрилегочно, через подъязычную вену или большую подкожную вену голени. Интубация трахеи у кошек возмож-на, но технически сложна (как и у кроликов), поэтому некоторые авторы реко-мендуют для ИВЛ накладывать трахеостому [Holland A. J., 1973; Mersereanu W. A., 1976]. ИВЛ у кошек и кроликов можно проводить с помощью респираторов для новорожденных и системы Эйра [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Для внутривенного введения лекарственных средств у кроликов пункти-руют краевую вену уха. Животные этого вида наиболее трудно управляемы при общей анестезии. У них следует использовать комбинации ингаляционных и неингаляционных анестетиков, тщательно контролируя жизненно важные функ-ции.

Наиболее приемлемые варианты общей анестезии у мелких и крупных млекопитающих, птиц и хладнокровных подробно описаны в монографии Г.Н. Гиммельфарба (1984).

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Бунятян А.А., Мещеряков А.В., Цибуляк В.Н. Атаралгезия.— Будапешт: Меди-цина, 1983. 171 с.

Герасимов Н.М., Гиммельфарб Г.Н., Назарова Т. А. Влияние анестезии и искус-ственного кровообращения на метаболизм гистамина и серотонина в экспери-менте // Мед. жури. Узбекистана. 1983. -№ 4. — С. 32—35.

Гиммельфарб Г.Н. Анестезия у экспериментальных животных. Ташкент: ФАН, 1984. 144 с.

Мозгов И. Е. Фармакология.— М.: Колос, 1979.—416 с.

Пермяков Н.К., Хучуа А.В., Туманский В.А. Постреанимационная энцефалона-тия. М.: Медицина, 1983. 240 с.

Сачков В.И., Сухонощенко Л.М., Коган Е.А. и др. Эиидуральная аналгезия кета-мином в эксперименте//Анест. и реаниматол. 1986. № 4.-С. 7—12.

Chamberlain I., Seed R., Undre N. Myocardial depression by ketamine // Anesthesia. 1981.—Vol. 35. -P. 366-370.

Gibbin J.P., Hartung J., Cottrell J.E. ct al. Effect of vecuronium on intracranial pres-sure, mean arterial pressure and heart rate in cats // Brit. J. Anaesth. 1986. Vol. 58, N 54. P. 441 — 443.

Gomwalk N., Healing T. Ftomidate: a valuable anesthetic for // Lab Animals 1981 Vol 15 P. 151 152

Scfieller M. S , Told М.М., Drutimond J. С Isoflnrane, halotane and regional cerebral blood flow at various levels of PaCO, in rabbits // Anesthesiology. 1986. Vol. 64, N 5. P 598 604.

Vina J.R., Davis D. W., Hawkins R. A. The influence of nitrons oxide on nietionme, S-adcnosyemethionine and othe ammo acids//Anesthesiologv. 1986. Vol. 64, N 4. P. 490 495.

Wood M., Uctrecht J., Phyltlujon J.M. et al. The effect ol cemetidine on aneslhelic metabolism and toxity // Anaest. Analg/ -1986. – Vol. 65, -P. 481-488.

НЕКОТОРЫЕ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ КОНСТАНТЫ ОРГАНИЗМА ЧЕЛОВЕКА, ОСНОВНЫЕ И ПРОИЗВОДНЫЕ ВЕЛИЧИНЫ

И ЕДИНИЦЫ СИ

I. ГЕМОДИНАМИКА И СОКРАТИМОСТЬ СЕРДЦА

• Hr — Heart rate — частота сердечных сокращений beat — удар BSA — body surface area — поверхность тела в м

  PCWP — pulmonary capillary wedge pressure — давление заклинивания ле-гочных капилляров

  MAP — mean arterial pressure — среднее артериальное давление РР — pulse pressure — пульсовое давление.

  
   

  КИСЛОТНО-ЩЕЛОЧНОЕ СОСТОЯНИЕ И ГАЗЫ КРОВИ

  
   

  Концентрация ионов водорода (рН):
  Артерия	7,36—7,44	ед./1	ед./1

  Резервный объем выдоха	РОвыд (ERV)	800—1500 мл
  Жизненная емкость легких	ЖЕЛ (VC)	3500—5000 мл 80—120% от должной
  Остаточный объем легких	ООЛ (RV)	1000—1500 мл
  Общая максимальная емкость легких	ОЕЛ (TLC)	4500—6000 мл
  Функциональная остаточная емкость легких	ФОЕЛ (FRC)	2400 мл
  Легочная вентиляция
  Дыхательный объем	ДО (Vt)	500 мл
  Частота дыхания	ЧД (f)	17—18 в 1 мин
  Минутный объем дыхания	МОД (V)	8-12 л
  Объем анатомического мертвого пространства	МП (VD)	150 мл
  Физиологическое мертвое пространство VD/Vt = (РаСО2 -РеС02)/РаСO2	VD/Vt	0,33
  Минутная альвеолярная вентиляция (ДО-МП).ЧД	МАВ	4200-5200 мл
  Механика дыхания
  Максимальная вентиляция легких	МВЛ (vrnax)	70—100 л/мин (не ниже 80% от должной)
  Форсированная жизненная емкость легких (индекс Тиффно)	ФЖЕЛ (FEV1)	75-85% за 1 с
  Резерв легочной вентиляции MB Л/МОД	РЛВ	может быть уве-личен в 10 раз и более
  Отношение времени вдоха к выдоху		1:1,3
  Диффузия, газообмен, транспорт кислорода
  Потребление кислорода VO2= CO(CaO2— CvO2)	ПО2 (VO2)	240 мл/мин
  Коэффициент использования кислорода	КИО2	20—60 мл О2 из 1 л воздуха
  Выделение углекислоты		200 мл/мин
  Дыхательный коэффициент	ДК (RQ)	0,8-1
  Экстракция кислорода тканями (СаО2—CvO2)/ СаО2	ЕхO2	25%
  Транспорт кислорода ТО2 = СО(СаО2)	ТК (ТО2)	1000 мл/мин
  Альвеолярная вентиляция в л/мин / / Альвеолярный кровоток в л/мин	(V/Q)	0,8

   

  
   

  вена	7,32—7,42	»	»
  Парциальное давление углекислого газа:
  артерия (РаСО2)	34—46 мм рт ст	мм рт ст	кПа
  вена (PvCO2)	42—55 мм рт ст.	» »	»
  Бикарбонат Стандартный (SB)
  артерия	22—26 мэкв/л	мэкв/л	ммоль/л
  вена	24—28 мэкв/л	»	»
  Избыток или дефицит оснований (ВЕ)
  артерия	0—2,5 мэкв/л	»	»
  Вена	0—2,5 мэкв/л	»	»
  Парциальное давление кислорода:
  артерия (РаО2)	80—100 мм рт. ст.	мм рт ст.	кПа
  вена (PvO2)	37—42 мм рт. Ст.	» » »	»
  Насыщение гемоглобина кислородом (НbО2):
  артерия (SaO2)		95—98%
  вена (SvO2)		70—76%
  Объемное содержание кислорода:
  артерия (СаО2)		19—21 мл/100 мл
  СаО2 =(SaO2)(Hb X 1,34) + РаО2(0.0031)
  вена (CvO2)		13—15 мл/100 мл
  CvO2 = (SvO2)(Hb X 1,34) + PvO2(0.0031)
  Артериовенозная разница объ-емного содержания кислорода (а—vO2, CaO2 — CvO2)		4—6 мл/100 мл

  
   

  ОБЪЕМ ЦИРКУЛИРУЮЩЕЙ КРОВИ

  
   

  Объем циркулирующей крови (ОЦК)	60,5—84,7 мл/кг
  Объем циркулирующей плазмы (ОЦП)	37—48 мл/кг
  Объем циркулирующих эритроцитов (ОЦЭ)	24—34 мл/кг

  
   

  СИСТЕМА ОРГАНОВ ДЫХАНИЯ

  
   

  Показатель	Обозначе-ние	Нормальные средние величи-ны
  Легочные объемы и емкости
  Емкость вдоха	Ев(IС)	3600 мл
  Резервный объем вдоха	РОвд (IRV)	1500—2000 мл

  
   

  Внутрилегочный шунт (Qs/Qt) Qs/Qt = (СсО2— СаО2) (СсО2— CvO2) СсО2= (НbХ 1,34) + (РАО2Х 0,0031)		<5%
  Альвеолярный газ
  Парциальное давление кислорода (FiO2— 0,21) РДO2== (Pb-47)FiO2-PaCO2	РАO2	110 мм рт. ст.*
  Парциальное давление углекислоты	РАСO2	40 мм рт. ст.*
  Альвеолярно-артериальная разность парциаль-ного давления O2(FiO2— 0,21)	А— аО2 == РАО2— аО2	< 10 мм рт. ст.*
  Артериально-альвеолярное отношение кисло-рода	Ра02/РА02	>0,75*
  Артерио-альвеолярное различие парциального давления СО2	а—АСО2(РаСО2— РАСO2)	3 — 4 мм рт. ст.*

• 1 мм рт. ст. = 0,133 кПа

Условные обозначения

Рb -барометрическое давление

FiO2 — фракция кислорода во вдыхаемом воздухе СсО2 — содержание кислорода в легочных капиллярах СаО2 — содержание кислорода в артерии

CvO2 —содержание кислорода в смешанной венозной крови СО — сердечный выброс

QS/QT—внутрилегочный шунт

РАСО2 — парциальное напряжение углекислоты в альвеолах

РаСО2 — парциальное напряжение углекислоты в артериальной крови РДО2 — парциальное напряжение кислорода в альвеолах

РаО2 – парциальное напряжение кислорода в артериальной крови РеСО2 — парциальное напряжение углекислоты в выдыхаемом воздухе Vd — анатомическое мертвое пространство

Vt — объем воздуха

VO2 — потребление кислорода (мин)

содержание   ..  30  31  32  33  34  35