содержание   ..  1  2  3  4  ..

Глава 3. 

БИОСИНТЕЗ И СЕКРЕЦИЯ ГОРМОНОВ

За прошедшие несколько десятилетий эндокринологи и специали­сты в области клеточной биологии получили массу сведений о процессах, касающихся синтеза гормонов. Накопление этой новой информации было обязано сочетанию ряда факторов: 1 — приме­нению радиоактивных изотопов для метки предшественников и промежуточных продуктов, образующихся в ходе различных пу­тей биосинтеза; 2 — разработке более тонких и чувствительных методик анализа клеточных компонентов и 3 — усовершенство­ванию клеточных и бесклеточных систем, на которых проводят исследования биосинтеза в условиях in vitro. Помимо этого, не­прерывное повышение разрешающей силы трансмиссионного элек­тронного микроскопа в сочетании с разработкой чувствительных иммунохимических, цитохимических и авторадиографических ме­тодик выявления субклеточной локализации гормонов и вновь синтезируемых белков позволило получить сведения о точном мес­тоположении синтетических реакций в клетке.

В этой главе рассматривается биосинтез гормонов пяти раз­личных классов: полипептидных и белковых, тиреоидных, кате­холаминов, стероидных гормонов надпочечников и стероидных гормонов — производных витамина D. В каждом разделе главы конкретно рассматривается один из этих классов гормонов и осве­щаются химическая структура гормонов и их интермедиатов, био­химические реакции, протекающие на каждом этапе биосинтеза, субклеточные органеллы, в которых протекают эти реакции и, где возможно, биохимические механизмы регуляции продукции и секреции гормонов.

Не претендуя на всеобъемлющий охват проблемы биосинтеза; и секреции гормонов, мы рассмотрим некоторые стороны путей биосинтеза различных гормонов с указанием на их сходства в различия в отдельных случаях. Не будут даже упомянуты про­цессы, которые должны встречаться в биосинтезе столь важного класса гормонально-активных соединений, каким являются гипо­таламические рилизинг-факторы, поскольку до сих пор об этих процессах ничего не известно. Другим классом соединений, не рас­сматриваемым в этой главе, являются простагландины. Они обла­дают важными функциями в качестве местных гуморальных трансмиттеров и подробно анализируются в других обзорах.

Можно лишь удивляться, если не поражаться, столь очевид­ному разнообразию веществ, выполняющих функции гормонов. Сложность этих веществ колеблется от белковых структур до бо­лее простых производных аминокислот. Каждая группа гормонов должна была развиваться независимо от другой, хотя все они действуют вместе, интегрируя необходимые для жизни физиологи­ческие функции. При чтении этой главы следует обратить вни­мание на то, что наше понимание, по крайней мере в описатель­ном смысле, химических структур и реакций, участвующих в. образовании гормонов, достаточно полно. Точно так же иденти­фицировано большинство субклеточных структур, в которых про­текают многие из гормональных реакций. Однако, переходя к клеточным механизмам, принимающим участие в продукции в секреции гормонов и ответственным за регуляцию этих процес­сов, мы попадаем в область неизвестного. В настоящее время ведутся интенсивные исследования, направленные на выяснение-молекулярной и клеточной основы регуляции биосинтеза гормо­нов, в надежде на то, что наше невежество в этой области сме­нится, наконец, пониманием предмета.

БЕЛКОВЫЕ ГОРМОНЫ

Эндокринологи, изучающие биологические функции белковых ж меньших по размеру полипептидных гормонов (менее 100 амино­кислотных остатков в цепи), все более интересуются деталями биосинтеза белков, стремясь понять, каким образом регуляция продукции в клетке секретируемого белкового гормона связана с его функцией. Данные исследований синтеза белковых гормонов и других секретируемых белков, полученные за последние нес­колько лет, показали, что этот процесс включает синтез пред­шественников, превосходящих размерами окончательные секретируемые молекулы и превращающихся в конечные клеточные продукты путем расщепления в ходе транслокации, протекающей в специализированных субклеточных органеллах секреторных кле­ток. Прежде чем более подробно описывать этапы биосинтеза по­липептидных гормонов, целесообразно рассмотреть различные эта­пы биосинтеза белка вообще.

Рис. 3—1 Схема синтеза белка, демонстрирующая этапы переноса генети­ческой информации от ДНК к РНК и белку. Схема специально предусмат­ривает путь биосинтеза секретируемых белков, посттрансляционная моди­фикация которых происходит в месте их синтеза в шероховатом эндоплаз­матическом ретикулуме (ШЭР) (Habener, Potts [4]).

ОБЩИЕ АСПЕКТЫ БИОСИНТЕЗА БЕЛКА

Процессы синтеза белка включают много сложных реакций, с помощью которых информация, исходно закодированная на полинуклеотидном «языке» гена (ДНК) в конце концов будет вы­ражена полиаминокислотным «языком» конечного биологически активного белка. В целях обсуждения эти процессы можно раз­делить на четыре этапа (рис. 3—1).

1.    Транскрипция. Синтез РНК в форме предшественни­ков, обладающих большой молекулярной массой, на матрице ДНК.

2.    Посттранскрипционная модификация. Конт­ролируемая модификация РНК, включающая этапы образования мРНК из РНК-предшественника путем вырезания и нового объ­единения сегментов РНК, равно как и модификации 3-конца РНК за счет полиаденилирования и 5 -конца за счет добавления 7-метилгуанозиновых «колпачков».

3.    Трансляция. Сборка аминокислот с помощью специфи­ческого взаимодействия антикодонов аминоацилированных тРНК,— «носителей» с соответствующими кодонами мРНК, связанной с полирибосомами, и, наконец, полимеризации аминокислот с обра­зованием полипептидной цепи.

4.    Посттрансляционная модификация. Одна ре­акция или их сочетание, включающее расщепление пептидных связей (превращение биосинтетических предшественников в про­межуточные или окончательные формы белка путем протеолитиче­ского расщепления), образование аминокислотных производных. (гликозилирование, фосфорилирование) и складывание получен­ной полипептидной цепи с приданием ей нативной конфигурации.

Последний этап синтеза белка представляет особый интерес в силу того, что такие посттрансляционные модификации могут являться способом, которым клетка различает отдельные классы белков и направляет их в соответствующие области, где они ока­зывают свое действие [1].

Эта проблема (разделение белков по клеточным пространст­вам после синтеза) уже много лет привлекает внимание специалистов в области клеточной биологии. Установлено, что ти­пичная эукариотическая клетка за определенное время в процес­се цикла синтезирует около 50 000 различных белков [2]. Совре­менные данные свидетельствуют о том, что это множество про­изводимых клеткой различных белков синтезируется общим пулом полирибосом [3]. Каждый вид синтезированных белков на­правляется в специальное место, где проявляется его специфиче­ская биологическая функция. Например, особые группы белков транспортируются в ядро и другие субклеточные органеллы, где они выполняют функции либо регуляторных белков, либо фер­ментов, либо структурных белков, участвующих в биогенезе раз­личных органелл, тогда как другие группы белков синтезируются специально на экспорт из клетки (иммуноглобулины, факторы свертывания крови, сывороточный альбумин и белковые или пеп­тидные гормоны). Понятно, что силы, принимающие участие в этом процессе направленного транспорта белков, должны определяться очень сложным сочетанием информационных сигналов. Другими словами, поскольку информация для этого процесса транслокации может заключаться только во всей, либо в части первичной структуры или в конформационных свойствах самого белка, то посттрансляционная модификация (см. рис. 3—1) может играть решающую роль в определении белковой функции. Как только вновь синтезированный белок высвобождается из комп­лекса мРНК — рибосома — образующаяся цепь, дальнейшая ре­гуляторная роль РНК представляется совершенно невероятной.

Другая проблема, стоящая перед исследователями, работающи­ми в области биосинтеза полипептидных гормонов, заключается в том, каким образом регулируются биосинтетические и секреторные процессы. Исследования регуляторных механизмов ведутся в двух направлениях: 1 — изучение природы клеточных механизмов, — участвующих в сопряжении внеклеточных регуляторных стимулов с внутриклеточными процессами, определяющими изменения об­разования и высвобождения гормонов; 2 — определение стадии синтеза белка, на которую направлена регуляция, т. е. выяснение происходит она на транскрипционном (и претрансляционном), трансляционном или посттрансляционном уровне.

Рис. 3—2. Типичные продуцирую­щие белковые гормоны эндокрин­ные клетки, в которых видны субклеточные органеллы. а — Гипофизарный тиротроф (мышь); б — опухоль у мыши. состоящая из тиротропных клеток, сохраняемая пу­тем серийных подкожных трансплан­таций мышам с гипотиреозом: в — околощитовидная железа быка: Мож­но видеть (резко выраженный ШЭР и редкие секреторные гранулы в опу­холи из тиротропных клеток (см. рис. 3—26) по сравнению с нормаль­ным гипофизарным тиротрофом (см. рис. 3—2а).

Я — ядро: ШЭР — шероховатый эн­доплазматический ретикулум; ПК — пластинчатый комплекс: М — мито­хондрия; ПМ — плазматическая мембрана; СГ — секреторная гранула; ИСТ незрелая секреторная гранула ^зсг — зрелая секреторная гранула. Электронная микрофотография Х10000.

СУБКЛЕТОЧНАЯ МОРФОЛОГИЯ КЛЕТОК, СЕКРЕТИРУЮЩИХ БЕЛКОВЫЕ ГОРМОНЫ

В значительной мере благодаря работам Palade и сотр. [3] было получено много сведений относительно морфологии путей ис­пользуемых клеткой,. синтезирующей белки на экспорт. Некоторые субклеточные морфологические особенности свойственны раз­личным белоксекретирующим клеткам. Такие клетки содержат множество окруженных мембранами органелл: эндоплазматиче­ский ретикулум, пластинчатые комплексы (аппараты Гольджи) и варьирующее число секреторных гранул (рис. 3—2, 3—3). Бел­ки, предназначенные для секреции, попадают в эти субклеточные органеллы и транспортируются в них.

Рис. 3—3. Схема субклеточного транспорта и секреторного пути в белоксекретирующей клетке.

I — синтез белка на полирибосомах, прикрепленных к эндоплазматическому рети­кулуму, и направленный выход через мембрану в цистернальное пространство: II— образование челночных пузырьков (переходные элементы) из эндоплазматического ретикулума, сменяемое их транспортом и включением в пластинчатый комплекс (ПК); III — образование секреторных гранул в ПК; IV — транспорт секреторных гранул к плазматической мембране, слияние с плазматической мембраной и экзопигоз, приводящий к выделению содержимого гранул во внеклеточное пространство. Можно видеть, что секреция способна осуществляться путем транспорта секретор­ных пузырьков, а также незрелых и зрелых гранул. Некоторые гранулы захватываются лизосомами и разрушаются (кринофагия). ШЭР — шероховатый эндоплазмати­ческий ретикулум; ГЭР — гладкий эндоплазматический ретикулум.

Секретируемые белки синтезируются на шероховатом эндо­плазматическом ретикулуме (ШЭР), состоящем из полирибосом, прикрепленных к сложно устроенным мембранным мешочкам, со­держащим цистерны. Вновь синтезированные белки быстро по­лучают доступ в цистерны за счет транспорта через двойной слой липидов мембраны. По цистернам эндоплазматического ретикулу­ма белки транспортируются в пластинчатый комплекс либо путем прямого переноса через цистерны, которые продолжаются в мемб­ранные каналы пластинчатого комплекса, либо с помощью совер­шающих челночные движения пузырьков, называемых переходными элементами (см. рис. 3—3). Разные секреторные клет­ки, по-видимому, преимущественно используют тот или другой механизм транспорта белка из ШЭР в пластинчатый комплекс. В комплексе происходит упаковка белков в секреторные пузырь­ки и/или секреторные гранулы. Окруженные мембраной секре­торные пузырьки отпочковываются от пластинчатого комплекса в виде незрелых гранул, подвергающихся по мере уплотнения бел­кового содержимого созреванию. Высвобождение белка во вне­клеточное пространство происходит путем миграции секреторных гранул на периферию клетки и слияния мембраны, покрывающей гранулы, с плазматической мембраной (экзоцитоз), что и приво­дит к выходу белков из клетки.

Хотя это окончательно и не доказано, но некоторые биологи считают, что секреция белковых гормонов может происходить также путем внутриклеточного транспорта и высвобождения бел­ков, содержащихся в секреторных пузырьках и незрелых секре­торных гранулах (см. рис. 3—3) [3L Если такие альтернативные-пути секреции действительно существуют в дополнение к меха­низму образования и экзоцитоза зрелых гранул, то возникает возможность того, что разные внеклеточные стимулирующие фак­торы отличаются друг от друга своей сравнительной эффектив­ностью в отношении модуляции секреции гормона тем или иным путем. Например, можно было бы предположить, что секреция инсулина, вызываемая глюкозой, с одной стороны, и кальцием или b-адренергическими агонистами — с другой, осуществляется различными секреторными путями, или что часть секреции паратиреоидного гормона, не подавляемая повышенным уровнем вне­клеточного кальция, высвобождается путем, морфологически от­личающимся от кальцийчувствительного пути.

ПУТЬ БИОСИНТЕЗА

Значительный интерес вызвало открытие синтеза белковых и по­липептидных гормонов в виде более крупных предшественников, которые затем путем расщепления модифицируются в более мел­кие (рис. 3—4) [4]. На самом деле белковые и полипептидные гормоны составляют только один из многих классов белков, син­тезируемых как предшественники. В качестве примеров белков. различных классов могут служить сывороточный альбумин, про­теины яичного белка, антитела, коллаген, ферменты поджелудоч­ной железы, вирусные и связанные с мембранами белки. Усилия исследователей в настоящее время сфокусированы на выяснении физиологической роли биосинтетических предшественников на пути образования гормонов, а также общего значения предшест­венников секретируемых белков.

Одна из вероятных функций последовательности предшествен­ников видна на примере инсулина. С-пептид проинсулина — со­единительный пептид, связывающий А- и В-цепи инсулина — принимает участие, по-видимому, в правильной сборке цепей, создавая возможность эффективного образования дисульфидных свя­зей. Такая стабилизирующая функция должна иметь место толь­ко применительно к ограниченному числу секретируемых белков, таких, как инсулин, поскольку многие белки существуют в виде одиночных полипептидных цепей, лишенных дисульфидных мостиков.

Рис. 3—4. Неполный перечень пребелков различных структурных классов.

Стрелками показаны участки расщеплений, в результате чего предшественники прев­ращаются в промежуточные или окончательные продукты. Не все предшественники для превращения в промежуточные формы пробелков проходят через стадию рас­щепления (Habener, Potts [4]).

В настоящее время складываются представления в пользу вероятной роли предшественников в посттрансляционных процес­сах, обусловливающих внутриклеточный транспорт и компартментализацию гормонов по ходу секреторного пути [5, 6]. Эта гипотеза, известная под названием сигнальной, предложена Mistein и сотр. [5], а также Blobel и Sabatini [6] для объясневия молекулярного механизма, с помощью которого белки, пред­назначенные для секреции из клетки, избирательно получают до­ступ к окруженным мембранами субклеточным органеллам, участ­вующими в их транспорте, упаковке и секреции.

На основании модели, приведенной на рис. 3—5, можно объ­яснить путь биосинтеза паратиреоидного гормона как представи­теля полипептидных гормонов с учетом положений сигнальной гипотезы. Этот путь включает последовательное расщепление биосинтетических предшественников: препропаратиреоидный гор­мон (пре-про-ПТГ) ® пропаратиреоидный ® паратиреоидный гормон. Инициация синтеза белка происходит на полирибосомах в мат­риксе клетки. Инициальная аминокислота (аминокислоты) — ме­тионин, кодируемая специфическим кодоном АУГ, отделяется от растущей полипептидной цепи, когда она достигает в длину при­мерно 20—30 аминокислот (примерная длина полипептида, по­крывающая протяженность крупной рибосомальной субъединицы). Этот процесс считается общим для синтеза всех белков, продуци­руемых эукариотами.

Рис. 3—5. Схематическое изображение пути биосинтеза паратиреоидного гормона.

КОПаза—карбоксипептидаза В (Habener, Potts [4]),

Гидрофобная специфическая для прегормона последователь­ность пре-про-ПТГ, кодируемая последовательностью оснований мРНК, непосредственно прилегающей (3 -конец) к инициальному кодону АУГ (сигнальные кодоны), выступает затем в роли «во­дителя» или сигнала, который каким-то, до сих пор не выяснен­ным, образом обеспечивает контакт комплекса полирибосома — синтезируемая цепь с мембраной эндоплазматического ретикулу­ма. Контактируя с этой мембраной либо за счет чисто гидрофоб­ных взаимодействий, либо, что вероятнее, за счет специфических рецепторов мембраны, растущая полипептидная цепь проходит через мембрану во внутрицистернальное пространство. Сразу же после этого или, вероятно, еще в процессе прохождения пре-про-ПТГ в цистерну сигнальная последовательность отщепляется, по-видимому, под действием специфической пептидазы, локализо­ванный в эндоплазматическом ретикулуме, что приводит к обра­зованию про-ПТГ. Этот промежуточный предшественник (про-ПТГ) движется затем по каналам, образованным мембранами эн­доплазматического ретикулума, в пластинчатый комплекс, где от него под сочетанным действием ферментов, обладающих актив­ностью, сходной с активностью трипсина и карбоксипептидазы В, отщепляется МНа-концевой гексапептид. Окончательный гормо­нальный продукт включается в секреторные гранулы и высво­бождается во внеклеточное пространство в ответ на снижение концентрации кальция во внеклеточной жидкости.

Правильность этой модели подтверждается многими данными» [7—11]. При структурном анализе первичных продуктов транс­ляции некоторых мРНК, кодирующих различные секретируемые белки, было обнаружено, что многие, если не все, белковые гор­моны и секретируемые белки синтезируются вначале в виде пред­шественников с гидрофобными N1-12-концевыми участками (см. рис. 3—4). По-видимому, препропаратиреоидный гормон [12] явля­ется типичным представителем целого класса биосинтетических предшественников (пребелков) белковых гормонов, к которым от­носятся инсулин, СТГ, пролактин, ТТГ и АКТГ, а также негор­мональных секретируемых белков, таких, как ферменты поджелу­дочной железы, протеины яичного белка, иммуноглобулины, сы­вороточный альбумин, «мелиттин» (или меллитин — пчелиный яд) и некоторые ассоциированные с мембраной бактериальные белки. Характерным для сигнальных последовательностей пред­шественников является то, что они расположены на NH₂-концевой части белков. Эти последовательности различаются по длине, включая от 15 до 25 аминокислотных остатков; в центральных их частях содержится гидрофобный участок, состоящий из 10— 12 аминокислот. Столь высокая степень гидрофобности характер­на для белков, известных своим специфическим взаимодействием с мембранами.

Приведенные данные позволяют считать, что обеспечение воз­можности движения через мембрану — основная функция сигналь­ной последовательности. Таким образом, благодаря специфическо­му характеру последовательности предшественника из множества клеточных белков отбираются, отделяются, транспортируются и поступают на секреторный конвейер клетки белки, предназначен­ные для секреции.

Если в отношении прегормонов или препрогормонов сущест­вуют веские доказательства их транспортной функции, то функ­ция промежуточных предшественников—прогормонов—остается неизвестной. Радиоавтографические исследования миграции вновь синтезированных белков в клетке показали, что превращение прогормона в конечные продукты происходит в пластинчатом комп­лексе клетки. Например, период в 15 мин между началом сип-теза пре-про-ПТГ и первым появлением ПТГ практически совпа­дает со сроком, необходимым для попадания радиоавтографических гранул в пластинчатый комплекс [13]. Превращение прогормона в гормон может быть также избирательно заблокировано действи­ем на ткани ингибиторов продукции энергии в клетке (антимицин А и динитрофенол), равно как и веществами, нарушающими функцию микротрубочек (винбластин и колхицин). Эти данные указывают на то, что транслокация прогормона из ШЭР в плас­тинчатый комплекс является энергозависимым процессом, и что в движении прогормона могут принимать участие микротрубочки. Однако отсутствуют прямые доказательства того, что прогормон сам по себе, или его химические взаимодействия, играет су­щественную роль в транспорте вновь синтезированного белка из ШЭР в пластинчатый комплекс или что он в какой-либо мере определяет упаковку гормона в пузырьки или гранулы. Недавно проведенные исследования, согласно которым синтез многих сек­ретируемых белков не требует образования промежуточных, или проформ предшественников (см. рис. 3—4), порождают определенные сомнения в справедливости такого представления [4]. Непо­нятно, почему некоторые секретируемые белки, например паратиреоидный гормон, инсулин и сывороточный альбумин, образу­ются с помощью промежуточных предшественников, тогда как другие, например СТГ, пролактин и овальбумин, не проходят через эту стадию.

Если значение прогормона для клеточного транспорта не известно, то некоторые детали его расщепления уже изучены. В от­личие от того, что наблюдается в отношении прегормонов, в ко­торых аминокислотные остатки по месту отщепления сигнальной последовательности от остальной части молекулы (гормона или прогормона) в разных прегормонах неодинаковы (см. рис. 3—4 и 3—5), места расщепления пробелковых интермедиатов посто­янно содержат основные аминокислоты лизин или аргинин (или и ту и другую), обычно по 2—3 вместе (см. рис. 3—4). Этот суб­страт легко и предпочтительно атакуется эндопептидазами, обла­дающими трипсиноподобной активностью. После эндопептидазного расщепления оставшиеся основные аминокислоты подвергают­ся избирательному отщеплению под действием экзопептидаз с активностью, подобной активности карбоксипептидазы В.

Вполне вероятно, что все пробелки расщепляются в ходе об­щего ферментативного процесса внутри пластинчатого комплекса клеток различного происхождения. Однако роль этого общего про­цесса расщепления прогормонов, находящихся на секреторном конвейере, остается неизвестной, как и значение самого сущест­вования пробелковых интермедиатов некоторых, но не всех, сек­ретируемых белков. Дальнейшее ферментативное расщепление пептида-предшественника, отделившегося от пропаратиреоидного гормона, может представлять собой один из этапов клеточной де­градации этого пептида, или, что более вероятно, трипсиноподобная и карбоксипептидазо-В-подобная активности могут быть не­разделимыми свойствами единого ферментного комплекса. Не ис­ключено также, что части пептидов-предшественников, отщепляемые от пробелка, могут обладать пока не установленной собственной и самостоятельной биологической активностью, а их дальнейшее расщепление необходимо для проявления этой актив­ности. Такая ситуация, вероятно, складывается в процессе обра­зования АКТГ, b-липотропина и эндорфинов (опиатоподобные пептиды), которые одновременно появляются в результате рас­щепления общего крупного белкового предшественника [14].

Рис. 3—6, Особенности секреции различных белковых гормонов. Секреция в ответ на специфиче­ские внешние стимулы (а, б); циркадный ритм секреции (в, г); «спонтанная» секреция, предпо­ложительно возникающая под влиянием ЦНС (д, е) (в— Jubiz W. и соавт., J. Cim. Invest.» 1972, 51, 2040; r—Gallager T.F. и соавт., J. din. EndocrinoL Metab., 1973, 36, 1058; д— Yen S.S. С. и соавт., J. din. EndocrinoL Metab., 1972, 34, 671; е — Finkelstein J.W. и соавт., J. Clin. EndocrinoL Metab., 1972, 35, 665).

СЕКРЕЦИЯ И РЕГУЛЯЦИЯ

Секреция белковых и полипептидных гормонов контролируется высокоспецифическими внеклеточными стимулами. В большинст­ве случаев такие стимулы представляют собой изменения уровня циркулирующих в крови веществ, что должно было бы привести к нарушению гомеостатического равновесия, а гормональные про­дукты, высвобождаемые вследствие этих изменений, действуют на соответственные органы-мишени, в результате чего восстанавли­вается гомеостаз (рис. 3—6). Например, повышение после приема пищи количества глюкозы в крови стимулирует секрецию инсулина, который в свою оче­редь стимулирует поглощение глюкозы мышцами, в связи с чем содержание глюкозы в крови нормализуется. Другим примером служит стимуляция высвобождения паратиреоидного гормона уже небольшим сни­жением уровня кальция в кро­ви. Выделившийся при этом паратиреоидный гормон действует на свои органы-мишени — кост­ную ткань и почки, способствуя обратному поступлению каль­ция во внеклеточную жидкость. Эти регуляторные процессы включают и ингибиторную пет­лю обратной связи, в силу ко­торой продукты, вырабатываемые органами-мишенями и выделяе­мые в кровоток в ответ на действие гормонов, тормозят его даль­нейшую секрецию. Например, снижение уровня глюкозы в крови тормозит дальнейшую секрецию инсулина, а увеличение содер­жания кальция в крови тормозит высвобождение паратиреоидного гормона. Большое число регуляторных петель обратной связи мо­жет действовать согласованно, что, например, наблюдается в от­ношении физиологической регуляции секреции различных гормо­нов передней долей гипофиза (рис. 3—7). В некоторых случаях точная природа стимула, участвующего в регуляции секреции гормона, выяснена недостаточно полно; эта неопределенность ка­сается, например, «факторов», ответственных за «вспышки» сек­реторной активности, проявляемой передней долей гипофиза, и контролирующих элементов, управляющих циркадными или су­точными ритмами.

Рис. 3—7. Регуляторные петли об­ратной связи в гипоталамо-гипофи­зарной системе. Такая регуляция может быть показана на примере любого из гипофизарных гормонов, в частности ТТГ, ЛГ, ФСГ, пролак­тина, СТГ.

Окончательные детали молекулярных процессов сопряжения внеклеточных стимулов с секрецией гормона и в конце концов с биосинтезом нового гормона, необходимого для восполнения его количества в железе, неизвестны. В известных же случаях эти процессы в разных клетках, секретирующих белковые гормоны, могут быть различными. Имеются, однако, данные о том, что в секреции многих гормонов может принимать участие общий механизм сопряжения. Этот механизм в качестве 2-го медиатора использует цАМФ (рис. 3—8). Согласно данной модели, стимули­рующий фактор не проникает в клетку, а взаимодействует с ре­цептором, расположенным в структурах плазматической мембра­ны. Каким-то образом при связывании с рецептором плазматиче­ской мембраны стимулирующий фактор активирует аденилатцик­лазу, что приводит к образованию 3,5-цАМФ, который в свою очередь превращает неактивную форму фосфорилирующего фер­мента — протеинкиназы в активную форму путем отсоединения регуляторной субъединицы (PC) от активной каталитической субъединицы (КС).

Рис. 3—8. Предполагаемый механизм действия полипептидных гормонов на клетку-мишень. KС — каталитическая субъединица; PC — регуляторная субъединица. Объяснения »

Протеинкиназа (активная субъединица) катализирует фосфо­рилирование определенных внутриклеточных белков, причем счи­тается, что образующиеся таким образом фосфорилированные бел­ки играют роль в процессах транспорта и секреции гормона, ве­роятно, путем активации микротрубочек и/или слияния мембран секреторных гранул с плазматической мембраной. В настоящее время из-за отсутствия экспериментальных доказательств пере­численных процессов они остаются в высшей степени гипотети­ческими. Действительно, о характере процессов и сил, участвую­щих во внутриклеточном продвижении белков, известно крайне мало.

Следует отметить важную роль кальция в секреторном про­цессе. Потоки кальция из внеклеточной жидкости в клетку, рав­но как и его потоки из внутриклеточных органелл (например, митохондрий) в цитозоль, тесно сопряжены с секреторными про­цессами. При дефиците кальция во внеклеточной жидкости секреция значительно тормозится. Возможно, что вход кальция в клетку каким-то еще не изученным образом связан с активацией аденилатциклазы.

На секрецию белковых гормонов многими эндокринными ор­ганами влияют и катехоламины, действующие через адренерги­ческие рецепторы, связанные с рецепторами, реагирующими на главные стимулы. Считают, что эти адренергические эффекты слу­жат модуляторами секреторной активности, находящейся в основ­ном под контролем главных стимулирующих факторов.

С секреторными процессами должны быть каким-то образом связаны процессы биосинтеза. Синтез новых молекул гормона необходим для пополнения потраченных и, наоборот, при умень­шении потребности в секреции должен был бы тормозиться и синтез новых молекул гормона, чтобы предотвратить перегрузку им клетки. Мало известно о клеточных механизмах, сопрягающих секреторные процессы с процессами биосинтеза, т. е. не ясно, непосредственно влияют внеклеточные факторы, регулирующие скорость секреции, на скорость биосинтеза гормона, или сам по себе процесс секреции обеспечивает появление регуляторных сиг­налов, передающихся на отдельные этапы биосинтеза. Степень сопряжения секреторной и биосинтетической активности в кон­кретной эндокринной железе в большой мере может определяться относительной величиной накопления гормонов в железе. Желе­зы, обладающие сравнительно большим количеством гормона, мо­гут удовлетворять потребность в секреции более длительное вре­мя, чем железы с меньшими запасами его. Судя по главному морфологическому признаку секреторных клеток — присутствию секреторных гранул, все эндокринные клетки в той или иной степени обладают запасом гормонов. Вероятно, такие запасающие системы возникли с целью придания эндокринным секреторным клеткам свойства буфера или резервуара гормона, который мо­жет быть мобилизован на удовлетворение секреторных потребно­стей в течение очень короткого времени, без включения механиз­мов острого изменения скорости биосинтеза гормона.

Конкретный этап (или этапы) процесса биосинтеза гормона, на котором осуществляется регуляция этого процесса, в настоя­щее время не известен. Согласно существующим представлениям (см. рис. 3—1), регуляция могла бы происходить на одном или нескольких уровнях; помимо синтеза ДНК (рост и деление кле­ток), эти уровни включают: 1—транскрипцию; 2—посттранс­крипционные процессы; 3 — трансляцию; 4 — посттрансляционные процессы. Клеточный и молекулярный уровни регуляции био­синтеза большинства белковых гормонов идентифицированы далеко не в той степени, которая позволила бы сделать определен­ные заключения. Однако имеющиеся ограниченные сведения, ка­сающиеся, например, биосинтеза паратиреоидного гормона, свидетельствуют о том, что главные объекты регуляторных влия­ний в ответ на изменение содержания кальция в крови локали­зуются на уровне деления клеток и/или транскрипционном эта­пе. Стимуляция железы в условиях снижения содержания каль­ция приводит, очевидно, к увеличению синтеза РНК и в конце концов к гиперплазии железы. В околощитовидной железе функ­ционирует и 3-й регуляторный механизм на посттрансляционном уровне: изменение внутриклеточного кругоооборота гормона. Та­ким образом, до сих пор нет достаточно четких и убедительных данных, которые свидетельствовали бы о том, что внеклеточные стимулы могут быть ответственными за изменение скорости рас­щепления биосинтетических предшественников или скорости ини­циации и трансляции мРНК, кодирующих гормоны.

ТИРЕОИДНЫЕ ГОРМОНЫ

Клеточные и молекулярные механизмы, используемые щитовид­ной железой для биосинтеза, накопления и секреции тиреоидных гормонов в течение прошлых 3—4 десятилетий, изучены достаточ­но полно благодаря объединенным усилиям большого числа ис­следователей. Подробности этих исследований содержатся в ряде исчерпывающих обзоров. Синтез тиреоидных гормонов во многих. отношениях сходен с синтезом полипептидных и белковых гор­монов с добавлением нескольких уникальных этапов, особенно подходящих к метаболическим функциям щитовидной железы.

Основными тиреоидными гормонами являются йодтиронины — тетрайод-L-тиронин (тироксин, Т4) и 3,5,3-трийод-L-тиронин (трийодтиронин, Т3), которые образуются из йодированных тирозиновых предшественников. Они состоят из йодтирозина (моно — или дийодированного) и йодированного фенольного кольца, объ­единенных 4,1-эфиpнoй связью (рис. 3—9). Эти два йодтиронина вместе с йодтирозиновыми предшественниками составляют при­мерно 90% органического или белковосвязанного йода в щитовид­ной железе, причем на долю Т4 и Т3 приходится 99% секрети­руемого органического йода. Процессы образования и секреции тиреоидных гормонов включают несколько этапов, часть которых отличается своеобразием и характерна только для щитовидной железы.

Главными веществами, используемыми в синтезе тиреоидных гормонов, являются йод и тирозин. Щитовидная железа отлича­ется высокоэффективным механизмом захвата йода из крови, а в качестве источника тирозина она синтезирует и использует крупный гликопротеин — тироглобулин. Если тирозин в организме содержится в большом количестве и поступает как из пищевых продуктов, так и из распадающихся эндогенных белков, то йод присутствует лишь в ограниченном количестве и поступает толь­ко из пищевых продуктов. Йод всасывается из кишечника в фор­ме йодида и в этой форме циркулирует в крови в свободном (несвязанном) состоянии.

Йодид, захватываемый из крови тиреоидными (фолликулярны­ми) клетками, и тироглобулин, синтезируемый в этих клетках, сек­ретируются (путем экзоцитоза) во внеклеточное пространство внутри железы, называемое просветом фолликула или кол­лоидным пространством, окру­женное фолликулярными клет­ками. В просвете фолликула или (что более вероятно) на апикальной поверхности клеток, обращенной в этот просвет, йодид окисляется в йод и дру­гие окисленные продукты и ко­валентно связывается фенольными кольцами тирозиновых ос­татков, содержащихся в поли­пептидном каркасе тироглобулина. Связывание йода с фенольным кольцом происходит либо только в 3-м положении, либо как в 3-м, так и в 5-м поло­жениях, в результате чего образуются монойодтирозин (МИТ) и дийодтирозин (ДИТ) соответственно. Этот процесс йодирования тирозиновых остатков тироглобулина известен под назва­нием этапа органификации в биосинтезе тиреоидных гор­монов.

Рис. 3—9. Структура некоторых тиреоидных гормонов (Ingbar S.Н., Woeber К.A. In: Textbook of Endo­crinology/Ed. Williams R.H. Sth ed.— Philadelphia: Saunders, 1974).

Следующим этапом является конденсация йодтирозинов с об­разованием йодтиронинов. Все еще оставаясь в структуре тиро­глобулина, молекулы МИТ и ДИТ конденсируются, образуя трийодтиронин (Т3), и подобно этому две молекулы ДИТ конденси­руются, образуя молекулу L-тироксина (Т4). В таком виде, т. е. связанные с тироглобулином, йодтиронины, равно как и непроконденсировавшие йодтирозины, хранятся в тиреоидном фол­ликуле. Этот комплекс йодированного тироглобулина часто на­зывают коллоидом. Таким образом, тироглобулин, составляю­щий 10% от влажной массы щитовидной железы, служит бел­ком-носителем, или предшественником накапливающихся гор­монов.

Секреция тиреоидных гормонов — процесс, происходящий в от­вет на метаболические потребности и опосредуемый действием тиротропного гормона (ТТГ) на тиреоидные клетки, — предпола­гает высвобождение гормонов из тироглобулина. Это происходит на апикальной мембране путем поглощения коллоида, содержа­щего тироглобулин (процесс, известный под названием эндоци­тоза). Тироглобулин затем гидролизуется в клетке под влияни­ем протеаз, а высвобождаемые таким образом тиреоидные гормоны выделяются в циркулирующую кровь.

Рис. 3—10. Схематическое изображение пути биосинтеза тиреоидных гормо­нов в клетке. Т3 и Т4 образуются и хранятся связанными с тироглобулином в коллоиде.

ПК — пластинчатый комплекс: МИТ — монойодтирозин: ДИТ — дийодтирозин} ШЭР — шероховатый эндоплазматический ретикулум.

БИОСИНТЕЗ

Различные этапы биосинтеза и секреции тиреоидных гормонов L-трийодтиронина (Т3) и L-тироксина (Т4) следует рассмотреть отдельно и более подробно, подразделив их на следующие кате­гории: 1 — биосинтез тироглобулина; 2 — захват йодида, 3 — органификация йодида; 4—конденсация; 5—поглощение клетками и протеолиз коллоида; 6 — секреция. Схематическое изображение различных этапов биосинтеза тероидных гормонов представлено на рис. 3—10.

Биосинтез тироглобулина

Тироглобулин представляет собой крупный гликопротеин с моле­кулярной массой примерно 670 000 (19S). Он состоит по мень­шей мере из 4 субъединиц (из двух сходных пар разных субъ­единиц), связанных друг с другом комбинацией нековалентных и ковалентных.(дисульфидных) связей. Белковый комплекс со­держит от 8 до 10% углеводов. Тироглобулин состоит примерно из 5900 аминокислотных остатков, около НО из которых—тирозиновые. Содержание йода в тироглобулине, полученном из ин­тактных желез, колеблется от 0,2 до 1% и более. Тироглобулин синтезируется на полирибосомах, связанных с ШЭР (см. рис. 3—10). Субклеточный путь, по которому транспортируется вновь синтезированный тироглобулин, характерен для транспор­та многих предназначенных к секреции белков. Вновь синтези­рованные полипептидные цепи направленно проникают через мембрану ретикулума во внутрицистернальное пространство ШЭР, по которому переносятся в пластинчатый комплекс и упаковыва­ются в окруженные мембраной пузырьки, называемые апикаль­ными пузырьками (см. рис. 3—10 и 3—11). Эти пузырьки транспортируются к апикальному краю клетки, где сливаются с мембраной, граничащей с фолликулярным, или коллоидным, про­странством, и тироглобулин выбрасывается в это пространство [15, 16]. Именно на поверхности этой мембраны со стороны кол­лоида и йодируется тироглобулин (см. далее). Исследования с импульсной меткой и последующим ее разведением, проводимые на срезах щитовидной железы, инкубируемых с радиоактивными аминокислотами in vitro, показали, что процессы синтеза и транспорта тироглобулина (от момента начального синтеза до первого появления в коллоидном пространстве) занимают от 4 до 6 ч. Начальным продуктом синтеза является, по-видимому, субъединица с молекулярной массой около 160000 (3—8S). Предпола­гается, что разные субъединицы кодируются отдельными мРНК.

Рис. 3—11. Участок тиреоидной фолликулярной клетки. Вверху можно ви­деть микроворсинки (MB), тянущиеся от апикального края клетки в кол­лоид (Кол), в цитоплазме под краем—апикальные пузырьки (АП).

Плотное тельце, имеющее лизосомную (Л) природу; МТ — микротрубочки, MX — митохондрия Электронная микрофотография. х37 800 (Haddad А и соавт., J. Cellp Biol., 1971, 49, 856).

Затем субъединицы объединяются в димеры с молекулярной мас­сой 320 000 (12S,) и образуют нейодированный тироглобулин (17S), который «созревает» во время и после йодирования в окон­чательный комплекс с молекулярной массой 667000 (19S). По­следовательность такова: 4 субъединицы (по 3—8S) ® 2 субъеди­ницы (по 12S) ® нейодированный («незрелый») тироглобулин (17S) ® йодированный («зрелый») тироглобулин (19S). Гликози­лирование тироглобулина происходит на всех стадиях синтеза. Сердцевинный олигосахаридный комплекс присоединяется, веро­ятно, к отдельным аспарагиновым остаткам N-гликозидной связью и переносится с долихофосфатного носителя в ходе транспорта вновь образуемых цепей субъединиц через мембраны эндоплазма­тической сети. В процессе транспорта полипептида по цистернам эндоплазматического ретикулума в пластинчатый комплекс к олигосахаридным ядрам добавляются новые углеводные остатки. По всей вероятности, гликозилирование каким-то образом участвует в транспорте и сборке цепей субъединиц и необходимо для форми­рования полностью собранного тироглобулинового комплекса с его специфической трехмерной четвертичной структурой.

Захват йода

Важнейшим этапом биосинтеза тиреоидных гормонов является ак­тивный, контролируемый ферментами, транспорт йодида, содер­жащегося в крови, через мембрану тиреоидной клетки в цитозоль и из него в фолликулярный коллоид. В конечном счете обеспе­ченность организма йодом должна определяться пищевыми про­дуктами. Часть йода всасывается в органической форме и пре­вращается в йодид в печени. Однако наибольшая его часть уже. всасывается в форме йодида и именно в этой форме разносится с кровью. Суточное потребление йодида с пищей в США составляет примерно 500 мкг. Из этого количества 120 мкг поглощается щитовидной железой и 60 мкг включается в тиреоидные гормоны и секретируется с Т4 и Т3. Поглощение и концентрирование йодида щитовидной железой обеспечивается двумя энергозависимыми контролируемыми ферментными «насосами», или механизмами за­хвата; один, расположенный на базальной, или капиллярной, мембране, извлекает йодид из крови и транспортирует его в ци­тозоль тиреоидной клетки, а второй, локализующийся на апикаль­ной мембране, доставляет его в коллоидное пространство. Суще­ствует и конкурентный пассивный перенос йодида обратно в кровь, но «чистый» эффект сводится к концентрированию йодида в щи­товидной железе. Эти насосы функционируют столь эффективно, что концентрация йодида в щитовидной железе не менее чем в 25 раз превышает его уровень в плазме крови, а в условиях де­фицита йода концентрация йодида в железе может быть в 500 paз выше, чем в плазме. Эффективность, с которой щитовидная же­леза концентрирует йодид, находится в обратной зависимости от уровня доступного йодида в плазме, и в условиях относительной йодной недостаточности железа извлекает до 20% йодида, при­сутствующего в крови. Извлеченный тиреоидной клеткой из крови йодид быстро уравновешивается в общем пространстве йодида, уже содержащегося в клетке, который образуется в результате распада и дейодирования йодаминокислот, высвобождающихся из-тироглобулина (см. далее), и быстро проникает в коллоидное-пространство, где связывается с тироглобулином. Этот концентри­рующий и транспортный механизм работает так быстро, что от­ношение «свободного» йодида к органически связанному в щито­видной железе может составлять лишь 10:8000 мкг. Авторадио­графические исследования показали, что уже через 30 с после импульсного внутривенного введения животному радиоактивного йодида практически вся метка обнаруживается в коллоидном про­странстве, будучи органически связанной с тироглобулином [17]; только около 0,25% тиреоидного йода остается в форме свободно­го йодида, а остальная его часть связана с тироглобулином в фор­ме йодаминокислот или йодтиронинов.

О необходимости столь легкого накопления йода в щитовидной железе свидетельствует тот факт, что для поддержания нормаль­ной секреции гормонов эта железа должна каждые сутки накап­ливать от 50 до 75 мкг йодида, т. е. полностью экстрагировать йодид из 20—30% крови, протекающей через щитовидную железу в сутки, что составляет лишь небольшую часть резерва, необхо­димого на случай колебаний содержания йода в диете или воз­никновения чрезмерной потребности в тиреоидных гормонах. Сам организм, однако, способен в значительной мере компенсировать временный дефицит йодида путем повышения его канальцевой реабсорбции и всасывания в кишечнике.

Детали конструкции йодидных насосов выяснены не полностью» но, по всей вероятности, в них участвует Na⁺/K⁺-стимулируемая, Mg²⁺-зависимая оуабаинчувствительная АТФаза. Для накопления йодида необходимы и ионы кальция. Процесс концентрирования явно зависит от доступности клеточной энергии, поскольку разобщители окислительного фосфорилирования, такие, как 2,4-динитрофенол и бис-оксикумарин, являются эффективными ингибито­рами накопления йода срезами щитовидной железы.

Щитовидная железа концентрирует не только йодид, но и неко­торые другие анионы, которые могут действовать как конкурент­ные ингибиторы транспорта йодида. К таким ингибиторам отно­сятся тиоцианат, перхлорат и пертехнетат. Перхлорат можно при­менять в клинике для того, чтобы вызвать быстрый выброс неорганического йодида, после определения количества которого можно получить представление о величине несвязанной фракции йодида в щитовидной железе. У больных с нарушенной органификацией йодида, например при врожденном дефиците ферментов или воздействии зобогенных факторов, блокирующих органификацию йодида, одна и та же доза перхлората будет высвобождать гораздо большую, чем в норме, часть дозы ранее введенного» йодида.

Органификация йодида

На апикальной мембране тероидной фолликулярной клетки илд вблизи нее йодид окисляется пероксидазными ферментами, что приводит к присоединению йода к фенольному кольцу тирозиновых остатков, содержащихся в структуре тироглобулина. Йодирование молекул тирозина происходит именно тогда, когда они являются частью полипептидного каркаса тироглобулина, а не до синтеза этого белка. Хотя некоторые авторы обнаруживали пероксидазную активность в митохондриях и пластинчатом комплексе, современные данные свидетельствуют в пользу той точки зрения, — что основное количество пероксидазы связано с микроворсинка­ми апикальной мембраны и что процесс йодирования происходит на поверхности раздела мембрана — коллоид, а не внутри самой фолликулярной клетки [18]. Территориальное ограничение йоди­рования поверхностью раздела между клеткой и коллоидом обес­печивает щитовидную железу механизмом минимизации случай­ного йодирования внутриклеточных белков, не являющихся ти­роглобулином. В результате йодирования тироглобулин «созревает» и его константа седиментации увеличивается с 17 до 19S. Относительное количество моно- и дийодтирозинов варьиру­ет в зависимости от степени йодирования, которая в свою оче­редь зависит от доступности йода. В тироглобулине человека в норме йод распределен следующим образом: 20% в составе МИТ, 40% —ДИТ, 30% —Т4 и 2% —Т3. Эти величины свидетельству­ют о том, что в большинстве случаев фенольные кольца содержат две молекулы йода. Можно отметить, что в исследованиях по хи­мическому йодированию модельного вещества — N-ацетилтирозина in vitro было установлено в 30 раз более интенсивное монойодирование, чем дийодирование; поэтому, если бы тирозиновые группы тироглобулина вели себя подобно модельному соединению, то основная часть йода в тироглобулине должна была бы присутствовать в монойодтирозинах. Однако в тироглобулине, выделенном из щитовидных желез больных зобом, доля монойодированных веществ заметно превышает таковую дийодированных (см. далее). Содержание тирозина в тироглобулине отнюдь не уни­кально и сравнимо с его содержанием во многих других белках (примерно 1,8% всех аминокислот). Имеются данные, указывающие на то, что подвергаться йодированию могут лишь особые тирозиновые остатки в аминокислотной последовательности ти­роглобулина; предполагается, что тироксин (Т4) локализуется в уникальной последовательности: ала-сер-Т4-глю (или глн)-асп (или асн) [19]. По всей вероятности, в определении доступности отдельных тирозиновых остатков для йодирования важную роль играет вторичная и/или четвертичная структура молекулы тирогло­булина. Вещества, относящиеся к классу тионамидов (метимазол, пропилтиоурацил) являются мощными ингибиторами этапа органификации йодида вследствие их тормозящего действия на пероксидазу щитовидной железы.

Конденсация йодаминокислот с образованием йодтиронинов

В течение нескольких часов после образования в тироглобулине йодтирозинов две молекулы дийодтирозина конденсируются, об­разуя молекулу тироксина, а одна молекула монойодтирозина, конденсируясь с одной молекулой дийодтирозина, образует моле­кулу трийодтиронина. Относительное содержание этих двух йод­тиронинов в щитовидной железе зависит от количества йода в диете. У крыс при дефиците йода увеличено образование МИТ. по сравнению с ДИТ и образование Т3 по сравнению с Т4. С по­зиций целесообразности этот сдвиг синтеза с образования, обла­дающего меньшей биологической активностью Т4 на синтез более активного Т3, можно рассматривать как компенсаторный меха­низм, используемый железой для обеспечения синтеза гормона, обладающего большей биологической активностью в условиях огра­ниченного снабжения йодом.

Молекулярный механизм реакций конденсации точно не из­вестен. Предложены как внутри-, так и межмолекулярные схемы процесса конденсации [20]. Внутримолекулярный механизм пред­полагает генерацию пероксидазой свободных дийодтирозильных радикалов в коллоиде. После того как два из подобных радика­лов конденсируются, образуя хиноловый эфир, один из них рас­щепляется и возникающее вследствие этого дийодированное фёнольное кольцо переносится на 2-й хиноловый эфир, образуя в свою очередь молекулу тироксина, связанную с цепью тироглобулина. Межмолекулярная схема основана на роли пероксидазы в катализе окисления дийодоксифенилпировиноградной кислоты (ДЙОФПК) в гидроперекись ДЙОФПК. Последняя предположи­тельно является активной формой, неферментативно конденсирующейся со свободным ДИТ, в результате чего образуется Т4. В обоих случаях роль тиреоидной пероксидазы в образовании Т4 и Т3 не ограничивается простым катализом йодирования тирози­новых остатков в молекуле тироглобулина.

СЕКРЕЦИЯ

Морфологический путь

Секреторные процессы в щитовидной железе возникают при действии ТТГ на рецепторы, расположенные на базальной мемб­ране тиреоидных клеток. Схематическое изображение предполагае­мых клеточных процессов, принимающих участие в секреции тироидных гормонов, приведено на рис. 3—12. Начальным моментом этих процессов должно служить высвобождение тиреоидных гор­монов (Т4 и Т3) из коллоида, в котором они ковалентно связаны пептидными связями.

Рис. 3—12. Схематическое изображение секреторного пути в тиреоидной фолликулярной клетке. Йодированный тироглобулин резорбируется в ци­топлазму в виде капель коллоида путем эндоцитоза последнего. Капли за­хватываются фаголизосомами, и тиреоидные гормоны высвобождаются в результате протеолиза тироглобулина. Из клетки во внеклеточную жид­кость выделяются Т4 и Т3. Монойодтирозин (МИТ) и дийодтирозин (ДИТ) остаются в клетке и подвергаются дейодированию. Высвобождаемый при этом йодид поступает в общее йодидное пространство. Секреция начинает­ся в ответ на стимуляцию рецепторов плазматической мембраны ТТГ. Счи­тают, что ТТГ-рецепторная реакция опосредуется образованием цАМФ, играющего роль второго медиатора в процессе сопряжения стимула с кле­точным ответом.

Исследования, проведенные с помощью высокоразрешающей авторадиографии на электронно-микроскопическом уровне, вы­явили морфологию путей гормональной секреции в клетке [17]. Исходные процессы включают поглощение, или эндоцитоз, глыбок коллоида, содержащего тироглобулин, микроворсинками апи­кальной мембраны. Коллоид в виде окруженных мембраной ка­пелек переносится в цитозоль тиреоидной клетки. Считается, что коллоидные капельки затем фагоцитируются лизосомами, содер­жащими протеолитические ферменты. В результате гидролиза тироглобулина образуются свободные йодтирозины — МИТ и ДИТ, а также йодтиронины — Т3 и Т4. На этой стадии в клетке про­исходит любопытный избирательный процесс: йодтиронины изби­рательно секретируются из клетки в кровь, тогда как йодамино­кислоты дейодируются ферментами, а высвобождаемый при этом йодид поступает в общее йодидное пространство железы и эф­фективно реутилизируется в синтезе нового тироглобулина. Толь­ко около 10% высвобождаемого йодида поступает в кровь. Йодтиронины также подвергаются дейодированию, но в нормальных. условиях функционирования щитовидной железы это происходит лишь в небольшой степени. Часть Т4 дейодируется в Т3, при­чем этот процесс ускоряется в условиях дефицита йодида (см. далее).

Лизосомное переваривание коллоидных капель протекает быст­ро, и свободный гормон, меченный радиоактивным йодом, посту­пает в кровь уже через несколько минут после появления первых капель коллоида в верхней части клетки. Существуют данные, что в разных фолликулах движение гормона происходит с разной скоростью. Хотя основной процесс эндоцитоза и расщепления тироглобулина в фаголизосомах, по-видимому, одинаков во всех отделах щитовидной железы, но между фолликулами существует функциональная гетерогенность. Тироглобулин, синтезированный в ближайшие к секреции сроки, движется быстрее, чем более «старый» тироглобулин. Это составляет сущность так называемой гипотезы «новый—в первую очередь» [21]. Одной из причин этого служит, по-видимому, тот факт, что по мере созревания ти­роглобулина он становится более резистентным к протеолизу, ве­роятно, в результате «уплотнения» четвертичной структуры молекулы и труднее поддается секреторным процессам, чем позднее синтезированный тироглобулин.

Регуляция секреции

Наиболее мощным стимулятором секреции и синтеза тиреоидных гормонов, по своему эффекту намного превосходящим другие сти­муляторы, является ТТГ (см. рис. 3—7). В некоторых случаях гиперфункции щитовидной железы (болезнь Грейвса) в роли сильных ее стимуляторов выступают и тиреоидстимулирующие им­муноглобулины, например длительно действующий тиреоидный стимулятор (ДДТС), причем считается, что их действие опосре­довано клеточными механизмами, весьма близкими, если не иден­тичными, тем, которые опосредуют эффекты ТТГ. Показано, что на секрецию тиреоидных гормонов влияют и различные агенты, в норме присутствующие в организме или в щитовидной железе, такие, как простагландины и катехоламины, но эти факторы име­ют меньшее значение, чем ТТГ.

Как уже упоминалось, уровень ТТГ в крови зависит от уровня в циркуляции тиреоидных гормонов, особенно Т3, действующего с составе петли отрицательной обратной связи на гипоталамо-ги­пофизарную ось и регулирующего секрецию ТТГ (см. рис. 3—7). На мембране тиреоидных клеток ТТГ связывается с рецепторами я запускает сложную серию реакций, в том числе активацию аде­нилатциклазы, что в конце концов приводит к выделению тиреоидных гормонов из клетки. После введения ТТГ секреция гормонов начинается очень быстро, причем она и быстро прекращается после отмены ТТГ.

Реакции щитовидной железы на введение ТТГ. Самыми ран­ними реакциями, наблюдаемыми в пределах 5 мин после введе­ния животным ТТГ, являются повышение активности аденилат­циклазы, усиление йодирования тироглобулина и образования внутриклеточных Т3 и Т4, а также ускорение образования колло­идных капель [22]. Секреция тиреоидных гормонов начинается на 5—10 мин позднее. Интактная или стимулированная в минимальной степени щитовидная железа содержит очень мало коллоидных капель, и основная масса секретируемых под влия­нием ТТГ гормонов образуется, очевидно, из фолликулярных за­пасов тироглобулина. Таким образом, перенос тироглобулина из коллоидного пространства в клеточный матрикс и его протеолиз с высвобождением Т4 и Т3 являются относительно быстрыми про­цессами. В более поздние сроки (через несколько часов) после введения ТТГ наблюдают увеличение различных параметров кле­точного метаболизма, например повышение обмена глюкозы и синтеза фосфолипидов, РНК и белка. Через 48 ч повышается так­же синтез ДНК и начинается митоз клеток. Ближайшие эффекты ТТГ на метаболизм йодида несколько неожиданны, поскольку вна­чале между 0 и 4 ч, наблюдается торможение захвата йодида клетками, вслед за чем наступает медленное усиление его [22].

По всей вероятности, большинство, если не все, влияния ТТГ на тиреоидную клетку опосредуются через цАМФ, выступающий в роли 2-го медиатора. Как in vivo, так и in vitro активация аде­нилатциклазы и образование цАМФ являются одними из наибо­лее ранних реакций на введение ТТГ. Больше того, все известные метаболические и клеточные реакции, вызываемые ТТГ, можно воспроизвести в экспериментальных системах с помощью цАМФ или его аналога дибутил-цАМФ. Химические и структурные осо­бенности рецептора ТТГ, равно как и клеточные механизмы, с по­мощью которых ТТГ-рецепторное взаимодействие сопряжено с активацией аденилатциклазы, а также способ, которым эта ак­тивация и образующийся в ее результате цАМФ приводят к из­менению показателей клеточной активности и биосинтезу и сек­реции тиреоидных гормонов, все еще выяснены не до конца.

Ауторегуляторные эффекты йодида.

Поскольку йод является важной составной частью тиреоидных гормонов, количество этого элемента во внеклеточной жидкости имеет большое значение для гомеостатической регуляции тиреоидной секреции. Недостаточность йода сопровождается повышением эффективности экстракции йодида из крови щитовидной железой и сдвигом отношения син­тезируемых и секретируемых Т3 и Т4, что снижает потребности в йоде за счет оптимизации его использования и повышения его активности, приходящейся на молекулу Т3. Инициация этих из­менений зависит от снижения концентрации тиреоидных гормонов в крови. Это стимулирует секрецию ТТГ, мобилизацию запасов йода в щитовидной железе и увеличивает соотношение Т3/Т4, син­тезируемых в матриксе тироглобулина. Одновременно ускоряется кровоток через щитовидную железу, развивается ее гипертрофия и повышается эффективность экстракции йодида. Происходит так­же существенное ускорение внутритиреоидного дейодирования свободного Т4 с образованием Т3, что еще больше увеличивает секрецию Т3. Эти изменения зависят не только от повышения секреции ТТГ. Существует и интратиреоидный ауторегуляторный механизм, который каким-то образом контролируется общей кон­центрацией йода в щитовидной железе [23]. Этот автономный механизм поддерживает повышенный уровень активности неко­торых из перечисленных процессов даже в отсутствие ТТГ, если снабжение организма йодом не восстановилось.

Избыток йодида ингибирует синтез и секрецию тиреоидных гормонов. С телеологических позиций такое ингибирование под. влиянием избытка йодида физиологически оправдано. Если бы все увеличенное количество йодида использовалось в биосинтеза тиреоидных гормонов, то это могло бы обусловить избыточную их продукцию и привести к тяжелому гипертиреозу. Выявлено нес­колько механизмов адаптации к избытку йодида: 1 — острое, хо­тя обычно и преходящее, торможение органического связывания? йода (эффект Вольфа—Чайкова) [24]; 2—снижение эффектив­ности экстракции йодида из крови; 3 — ингибирование секреций гормонов при чрезмерной стимуляции щитовидной железы. Име­ющиеся в настоящее время данные свидетельствуют о том, что при нормальной активности щитовидной железы йодид не угне­тает секрецию в заметной степени, но в чрезмерно стимулиро­ванных железах он оказывает тормозящее действие [25]. Эта концепция подтверждается отсутствием гипотиреоза у большого; числа больных с хроническими легочными заболеваниями, полу­чающих с лечебной целью массивные дозы йодида. Развитие гипотиреоза у некоторых больных при подобном лечении является  вероятно, результатом персистирования эффекта Вольфа — Чай­кова, а не первичного снижения скорости тиреоидной секреции.

Механизм, с помощью которого избыток йодида тормозит эти функции щитовидной железы, не известен. Отчасти, вероятно, действие йодида направлено на подавление некоторых процессов тиреоидной секреции, которые стимулируются ТТГ и ДДТС. Из­вестно, что йодид угнетает секрецию тиреоидных гормонов у боль­ных с гипертиреозом, сопровождающим болезнь Грейвса [25], ко­торая, возможно, обусловлена ДДТС, или у больных с автономной гиперфункцией одиночных узлов щитовидной железы (когда сни­жен уровень как ТТГ, так и ДДТС) [26]. Общим для обоих случаев фактором является гиперактивность тиреоидной ткани. По­добно этому большие дозы йодида могут тормозить секрецию тиреоидных гормонов нормальной щитовидной железой, стимулируе­мой умеренными дозами экзогенного ТТГ. Вызванное йодидом угнетение секреции у больных с тиреотоксикозом или у эутиреоидных лиц, получающих малые дозы ТТГ, удается быстро лик­видировать назначением больших доз ТТГ, несмотря на продол­жающееся введение йодида. Имеются некоторые данные о том, что ингибиторный эффект йодида на тиреоидную секрецию лока­лизуется на какой-то стадии после образования коллоидных ка­пель.

Если в нормальных физиологических условиях избыток йоди­да и не угнетает секрецию самих тиреоидных гормонов, то он все же влияет на секрецию йодида, образующегося в щитовидной железе при дейодировании йодаминокислот, высвобождающихся внутри железы вследствие протеолиза в процессе секреции. В нор­ме большая часть этого йодида реутилизируется щитовидной же­лезой в основном с помощью йодидного насоса на базальной мемб­ране клеток, задерживающего анион внутри железы. Массивные дозы йодида насыщают емкость этого насоса, вследствие чего йодид, образующийся внутри железы, покидает ее [27]. Этот про­цесс не должен создавать физиологического преимущества, по­скольку, если только органическое связывание йода, необходимое. для синтеза гормонов, не будет подавлено другими механизмами, процесс органификации все же будет обеспечен избытком суб­страта.

КАТЕХОЛАМИНЫ

Катехоламины представляют собой дигидроксилированные фенольные амины и включают дофамин, адреналин и норадреналин. Эти соединения продуцируются только в нервной ткани и в тканях, происходящих из нервной цепочки, таких, как мозговой слой над­почечника и органы Цукеркандля. Норадреналин обнаруживается главным образом в симпатических нейронах периферической и центральной нервной системы и действует местно как нейротрансмиттер на эффекторные клетки гладких мышц сосудов, моз­га, сердца и печени. Адреналин продуцируется в основном моз­говым слоем надпочечников, откуда поступает в кровоток и действует как гормон на отдаленные органы-мишени. Дофамин выполняет две функции: он служит биосинтетическим предшест­венником адреналина и норадреналина и действует как местный нейротрансмиттер в определенных областях головного мозга, име­ющих отношение к регуляции моторных функций.

ЭТАПЫ БИОСИНТЕЗА В СИМПАТИЧЕСКИХ НЕЙРОНАХ

Стадии биосинтеза на пути образования катехоламинов в течение последних 20 лет изучены весьма подробно, причем все принима­ющие участие в этом процессе ферменты выделены и детально охарактеризованы [28, 29]. Исходным субстратом для биосинтеза служит аминокислота тирозин. В отличие от того, что наблюдают при биосинтезе тиреоидных гормонов, когда тирозин, также яв­ляющийся биосинтетическим предшественником, ковалентно при­соединен пептидной связью к крупному белку (тироглобулину), в синтезе катехоламинов тирозин используется в виде свободной аминокислоты. Тирозин поступает в организм главным образом с пищевыми продуктами, но в некоторой степени образуется и в печени путем гидроксилирования незаменимой аминокислоты фе­нилаланина.

Рис. 3—13. Этапы биосинтеза катехоламинов в окончаниях симпатических нервов, мозговом слое надпочечников и головном мозге. Скорость ограничивающими этапами в процессе биосинтеза являются стадия 1 и, возмож­но, стадия 3. Вертикальные стрелки обозначают торможение отдельных этапов (Melmon К.L. — In: Textbook of Endocrinology/Ed. Williams R.H. 5 th ed. — Philadelphia: Saunders, 1974).

На рис. 3—13 приведены стадии ферментативного биосинтеза катехоламинов. Следует подчеркнуть ряд моментов, касающихся этих биосинтетических процессов. Этапом, ограничивающим ско­рость этих процессов, который имеет место как в симпатических ганглиях, так и в мозговом слое надпочечников, является пре­вращение тирозина в ДОФА под действием тирозингидроксилазы; в ткани присутствуют очень малые количества ДОФА или дофа­мина [30]. Активность тирозингидроксилазы регулируется неко­торыми факторами, к которым относятся: 1 — присутствие суб­страта — тирозина, зависящее от скорости транспорта тирозина в клетку; 2 — восстановленный птеридиновый кофактор, который может содержать Fe²⁺; 3 — конечный продукт синтетических про­цессов — норадреналин, действующий через ингибирование про­дуктом по механизму обратной связи. Активность тирозингидрок­силазы может ингибироваться и фенилаланином, но он является неконкурентным ингибитором и приобретает значение только в условиях значительного накопления в клетке, что иногда встре­чается при заболеваниях, подобных фенилкетонурии.

Рис. 3—14. Биосинтез норадренали­на в симпатическом нерве (Axelrod J., Kopin I.J. Prog. Brain. Res., 1969, 31, 21).

НА — норадреналин, МАО — моноамино­ксидаза. ДОФА — 3,4-диоксифенилаланин

В нервной ткани содержит­ся большое количество фермен­та декарбоксилазы ароматиче­ских L-аминокислот (ДОФА-декарбоксилаза). Его характери­зуют высокие Умакс и сродство к своему субстрату — ДОФА. В результате на общую ско­рость синтеза дофамина слабо влияют даже мощные ингибито­ры этого фермента. В связи с этим декарбоксилирование ДОФА не ограничивает ско­рость биосинтеза норадреналина. Хотя a-метилдофа является конкурентным ингибитором декарбоксилазы, его снижающее ар­териальное давление действие осуществляется, вероятно, не пу­тем ингибирования этого фермента, а вследствие того, что продукт его метаболизма a-метилнорадреналин блокирует действие норад­реналина на периферические рецепторы [31].

СУБКЛЕТОЧНАЯ ЛОКАЛИЗАЦИЯ ЭТАПОВ БИОСИНТЕЗА

Дальнейший анализ этапов биосинтеза катехоламинов требует краткого рассмотрения субклеточной локализации этих этапов. Имеющиеся в этой области представления применительно к сим­патическому нерву иллюстрируются на рис. 3—14. Аналогичное распределение процессов наблюдается и в мозговом слое надпо­чечников. Обе реакции — гидроксилирование тирозина и его де­карбоксилирование — быстро протекают в клеточном матриксе под действием ферментов цитоплазмы. Продукт декарбоксилирования — дофамин — активно транспортируется АТФ-зависимым ме­ханизмом в цитоплазматические пузырьки или гранулы, содержа­щие фермент дофамин — b-гидроксилазу.

Внутри гранул путем гидроксилирования b-углеродного атома дофамин превращается в норадреналин. Фермент b-гидроксилаза, по-видимому, хранится в виде неактивного предшественника, со­ставляя часть крупного нерастворимого белкового комплекса (с молекулярной массой 290000), известного под названием хромогранина А [32]. Под действием АТФ комплекс b-гидроксилазы и хромогранина приобретает растворимость и тем самым активи­руется. В этой активной форме он связывается с белком, распо­ложенным на внутренней поверхности мембраны гранулы, где и образуется норадреналин. Такая компартментализация фермента­тивных стадий синтеза катехоламинов позволяет поднять ряд ин­тересных вопросов, касающихся регуляторных эффектов норад­реналина на процессы своего биосинтеза. Как уже упоминалось, норадреналин служит важным регулятором тирозингидроксилазы — фермента, ограничивающего скорость всего процесса био­синтеза. Можно считать, что норадреналин, образующийся в гра­нулах, по крайней мере в некоторой степени выделяется в цитозоль, где и оказывает свое ингибиторное действие на присутствующую в цитоплазме тирозингидроксилазу. Можно предположить, что какая-то часть норадреналина поглощается нервными клетками из крови, и в регуляции активности синтеза ДОФА может принимать участие именно этот обратный захват норадреналина.

СЕКРЕТОРНЫЙ ПРОЦЕСС В СИМПАТИЧЕСКИХ НЕРВАХ

Высвобождение норадреналина из симпатических нервов проис­ходит путем экзоцитоза [33, 34]. Этот процесс несколько отли­чается от аналогичного процесса, свойственного секреторным клеткам, продуцирующим полипептидные и белковые гормоны, тем, что из аксональной области нервной клетки выделяется не содержимое гранул, что наблюдается в клетках, продуцирующих белковый эндокринный секрет, а целиком вся окруженная мемб­раной гранула с ее содержимым [35]. Такой «тотальный» экзоцитоз предполагает необходимость синтеза нового фермента и ком­понентов мембраны для возмещения их количества, теряемого в результате секреции. Таким образом, последний этап синтеза норадреналина —  -гидроксилирование — решительно зависит от синтеза белка. Ингибиторы белкового синтеза вызывают резкое прекращение продукции и секреции норадреналина. Вторым след­ствием такого секреторного процесса является попадание в кровь b-гидроксилазы. В настоящее время получена антисыворотка к изолированному и очищенному ферменту, и радиоиммунологиче­ский анализ с использованием этой антисыворотки представляет собой чувствительный метод определения нейросекреторной ак­тивности в условиях, когда уровень катехоламинов в крови ока­зывается ниже возможностей его измерения [35].

Экзоцитоз, по-видимому, находится под непосредственным кон­тролем со стороны нервной системы. Секреторные гранулы с со­держащимися в них катехоламинами выделяются в кровь в ответ на электрическое раздражение. При этом обнаруживается связь с присутствием ацетилхолина и/или входом в клетку ионов каль­ция и зависимость от энергии, т. е. интактности окислительных процессов или гликолиза. На миграцию секреторных гранул к периферии клетки может влиять сокращение микрофибрилл или микротрубочек. Винбластин и колхицин, известные ингибиторы функций микротрубочек, угнетают выделение катехоламинов. Не вся секреция катехоламинов происходит путем экзоцитоза»

Рис. 3—15. Синтез и реууляция продукции ка­техоламинов в мозговом слое надпочечников. Об­разование ДОФА из ти­розина под действием тирозингидроксилазы и Превращение дофамина в норадреналин под дей­ствием дофамина-р-гидроксилазы регулируется главным образом нерв­ными импульсами. Ме­тилирование норадрена­лина с образованием ад­реналина под действием фенилэтаноламин-N-Meтилтрансферазы контро­лируется в основном дгортикоидами (Axelrod J., Weinshilboum R., N. Engl. J. Med., 1972, 287, 237).

Небольшие их количества непрерывно «просачиваются» в кровь, причем в некоторых условиях необычные вещества, такие, как ацетальдегид, которые накапливаются в организме в результате метаболизма алкоголя, могут способствовать выделению кате­холаминов без экзоцитоза. Симпатомиметические амины, такие, как тирамин и амфетамин, стимулируют секрецию катехоламинов и тем самым вызывают физиологически важные прессорные эф­фекты, что сопровождается истощением тканевых запасов кате­холаминов. Резерпин также истощает тканевые запасы кате­холаминов, но механизм его действия отличается от механизма действия симпатомиметических аминов. Резерпин ингибирует свя­зывание норадреналина с мембранами гранул, и освобожденный норадреналин диффундирует из гранул и метаболизируется в ци­топлазме под действием внутринейрональной моноаминоксидазы. Выделяемые в кровь метаболиты биологически инертны и не вы­зывают периферических прессорных реакций.

СТАДИИ, ПРОХОДЯЩИЕ В МОЗГОВОМ СЛОЕ НАДПОЧЕЧНИКОВ

Мозговой слой надпочечников и органы Цукеркандля представля­ют собой специализированные производные симпатической нервной системы. Хотя в мозговом слое надпочечников протекают многие из описанных биосинтетических реакций, в целом биосинтетические и регуляторные стадии в этой ткани некоторыми существенными особенностями отличаются от протекающих в симпатическом нейроне (рис. 3—15). Цитоплазматический фер­мент фенилэтаноламин-N-метилтрансфераза, который определяет превращение норадреналина в адреналин (этап 4 на рис. 3—13), содержится почти исключительно в мозговом слое надпочечников и органах Цукеркандля; в других тканях нервного происхождения он присутствует лишь в незначительных количествах. Адреналин вырабатывается главным образом мозговым слоем надпочечников и вместе с норадреналином составляет основную массу кате­холаминов, количество которых колеблется в пределах 5—10 мг/г ткани надпочечника.

Морфологические исследования показали, что норадреналин и адреналин откладываются в разных клетках мозгового слоя над­почечников. Если синтезировать норадреналин способны все клет­ки мозгового слоя, то метилировать норадреналин с образованием адреналина способны лишь некоторые специфические клетки. Секреторные, или хромаффинные, гранулы, в которых отклады­ваются эти катехоламины в клетках двух разных типов, также обнаруживают различия по скорости седиментации в градиенте плотности. Не известно, чем обусловлено это различие между гра­нулами, так как они содержат одни и те же белки и фосфолипи­ды. Катехоламины откладываются в гранулах в виде комплекса,. состоящего из белка хромогранина А, фермента дофамин-бета-оксидазы и большого количества адениновых нуклеотидов, преимуще­ственно АТФ, присутствующих в стехиометрических количествах по отношению к катехоламинам. Хотя процессы образования хромаффинных гранул расшифрованы неполностью, некоторые экспериментальные данные свидетельствуют о существовании сле­дующего ряда событий. Считают, что подобно гранулам других белоксекретирующих клеток гранулы хромаффинной ткани обра­зуются в пластинчатом комплексе и на первых этапах содержат хромогранин А, дофамин-бета-гидроксилазу и другие белки, синте­зируемые в ШЭР и переносимые в пластинчатый комплекс. За­тем, по мере созревания гранул, в них активно транспортируются и концентрируются АТФ и дофамин. Полагают, что кислый АТФ нейтрализует основные амины и тем самым обеспечивает возмож­ность более эффективного их накопления в высококонцентриро­ванной форме. Кроме того, АТФ обеспечивает энергией транс­портные процессы и, вероятно, также утилизируется при стиму­ляции продукции катехоламинов.

СЕКРЕЦИЯ

Высвобождение секреторных продуктов хромаффинных клеток происходит путем экзоцитоза. Электронно-микроскопические ис­следования позволили обнаружить различные морфологические стадии этого процесса (рис. 3—16). Механизм высвобождения включает в себя слияние мембраны гранул с плазматической мембраной и расщепление слившихся мембран. Вследствие этого содержимое гранул высвобождается непосредственно во внекле­точное пространство без предыдущего контакта с цитоплазмой клетки. Мембрана гранулы, освободившись от своего содержимого,, втягивается в клетку путем инвагинации и эндоцитоза и разру­шается ферментами после фагоцитирования лизосомами.

Рис. 3—16. Часть «адреналиновой» клетки из мозгового слоя надпочечни­ков; видны плотные хромаффинные гранулы в цитоплазме и в процессе-экзоцитоза. Электронная микрофотография (по данным Grinszpan-Wmograci [34]).

РЕГУЛЯЦИЯ СЕКРЕЦИИ И БИОСИНТЕЗА

Непосредственным физиологическим стимулом для высвобожде­ния катехоламинов является ацетилхолин. Стимуляция электри­ческим разрядом холинергического преганглионарного чревного. нерва, идущего к надпочечнику, приводит к быстрому выбросу содержимого хромаффинных гранул. Ацетилхолин, выделяющий­ся из преганглионарных окончаний нерва, действует, по-видимо­му, на наружную поверхность хромаффинной клетки с помощью пока не выясненного механизма. Ацетилхолин не вызывает вы­свобождения катехоламинов из изолированных хромаффинных гранул.

Важное регуляторное влияние на синтез катехоламинов ока­зывают и глюкокортикоиды. Эти вещества и АКТГ, действующий путем стимуляции высвобождения глюкокортикоидов, повышают активность ферментов, принимающих участие в синтезе кате­холаминов. Гипофизэктомия приводит к значительному снижению активности этих ферментов, которую можно восстановить введе­нием АКТГ или глюкокортикоидов. Глюкокортикоиды, по-види­мому, непосредственно модулируют уровень фермента фенилэтаноламин-N-метилтрансферазы и тем самым количество адренали­на, продуцируемого мозговым слоем надпочечников. Однако уровень тирозингидроксилазы и дофамин-|3-гидроксилазы в боль­шей мере зависит от содержания в крови АКТГ, чем глюкокор­тикоидов. Это позволяет предполагать, что в повышении актив­ности указанных ферментов каким-то образом может участвовать цАМФ, образующийся при действии АКТГ на кору надпочечни­ков. Тесные взаимоотношения метаболических процессов в кор­ковом и мозговом слоях надпочечника оправдываются общими реакциями этих двух эндокринных тканей на физические стрессы. Стресс сопровождается повышением секреции АКТГ и глюкокор­тикоидов, что в свою очередь способствует продукции адреналина мозговым слоем надпочечников. Таким образом, мозговой слой надпочечников можно рассматривать как один из многих органов-мишеней продуктов коры надпочечников, в которой развива­ются изменения при стрессе. Больше того, тесная близость коры и мозгового слоя надпочечников, а также тот факт, что венозный отток из коркового слоя проходит через мозговой, создают анатомическую возможность попадания в последний высоких концен­траций глюкокортикоидов прежде, чем они подвергнутся разведе­нию в общей циркуляции.

ИЗБИРАТЕЛЬНОЕ ВЫСВОБОЖДЕНИЕ

Некоторые стимулы избирательно повышают выделение из моз­гового слоя надпочечников либо адреналина, либо норадреналина. По-видимому, это обусловливается избирательной стимуляцией то­го или другого типа клеток мозгового слоя [36]. Гипогликемия или никотин избирательно стимулирует секрецию адреналина и вызывает соответствующее истощение медуллярных запасов ад­реналина, тогда как закупорка сонной артерии приводит к по­явлению надпочечникового секрета, содержащего мало адреналина по отношению к норадреналину. Избирательная секреция отдель­ных катехоламинов вполне могла бы иметь отношение к функ­циональной роли того или иного из них, так как биологическая активность этих гормонов характеризуется существенными раз­личиями. Норадреналин, например, вызывает сужение сосудов, тогда как адреналин вызывает расширение их в скелетных мыш­цах и обладает более выраженным метаболическим действием. Ис­следование влияний эмоционального стресса на секрецию кате­холаминов также свидетельствует о дифференцированной реак­ции. Как правило, пассивное, напряженное, беспокойное поведение сопровождается повышением секреции адреналина, а агрессивные, враждебные реакции сопровождаются преимущественным усиле­нием секреции норадреналина.

МЕТАБОЛИЗМ И ИНАКТИВАЦИЯ

Катехоламины метаболизируются и инактивируются в одной из трех анатомических структур: 1 — внутри нейрона, секретирую­щего эти соединения, после того, как они попадут обратно в ци­топлазму в ходе процесса, известного под названием обратного захвата; 2 — в эффекторных клетках (мишенях) после оказания своего биологического действия и 3 — в печени после удаления из крови. Первый процесс протекает преимущественно в нейро­нах головного мозга и в периферической нервной системе. Этот обратный захват служит быстрым и экономичным механизмом; прекращения действия катехоламинов, выступающих в роли мест­ных нейротрансмиттеров. Большая часть поглощаемого таким об­разом амина вновь проникает в секреторные гранулы и повторно используется нейроном в цикле секреторных процессов. Часть, амина, не попадающая в гранулы, разрушается в цитоплазме ней­рона. Следует отметить, что процесс захвата путем транспорта через мембрану нейрона и хромаффинной гранулы отличается от-процесса накопления амина в гранулах. Вещества, препятствую­щие одному процессу, могут практически не влиять на другой;. Так, резерпин, препятствующий накоплению норадреналина, влияет на захват лишь в минимальной степени, а кокаин и трициклические антидепрессанты (имипрамин, имизин), блокирую­щие захват, не оказывают видимого влияния на накопление. Для элиминации катехоламинов, выделяемых в кровоток мозговым слоем надпочечников, служат главным образом 2-й и 3-й пути метаболизма. Метаболизм катехоламинов определяется сочетан­ным действием двух ферментов — моноаминоксидазы и катехол-О-метилтрансферазы. Эти ферменты присутствуют в печени, поч­ках, плазме крови и цитоплазме нейронов. Главными метаболи­тами норадреналина и адреналина являются ванилилминдальная кислота и метокси-оксифенилгликоль, оба экскретируемые с мочой.

Продуктами биологического метаболизма дофамина, обнаружи­ваемыми в моче, являются гомованилиновая кислота и метокситирамин. Хотя дополнительные минорные О-метилированные метаболиты адреналина и норадреналина — метанефрин и норметанефрин, образующиеся под действием катехол-О-метилтрансферазы, составляют лишь небольшую фракцию мочевых метаболитов, они лучше и непосредственнее отражают количество выделяемых в кровь биологически активных аминов, чем дезаминированные про­дукты. Катехоламины, поглощаемые эффекторными клетками, та­кими, как нейроны и гепатоциты, метаболизируются почти пол­ностью. В моче присутствует лишь очень небольшое количество неизмененных аминов.

СТЕРОИДНЫЕ ГОРМОНЫ НАДПОЧЕЧНИКОВ

Кора надпочечников служит главным источником глюкокортико­идных и минералокортикоидных стероидных гормонов и в мень­шей степени половых стероидных гормонов. Корковое вещество разделяется на три зоны, которые можно различить по морфо­логическому виду клеток и продуцируемым ими стероидным со­единениям. Самый наружный слой коры — клубочковая зона — является местом синтеза минералокортикоидов, из которых наи­большее функциональное значение у человека и крысы имеют соответственно альдостерон и кортикостерон. Клетки средней зоны — пучковой — продуцируют глюкокортикоиды кортизол и кор­тизон. Самый внутренний слой — сетчатая зона — также прини­мает участие в синтезе глюкокортикоидов и, кроме того, как счи­тают, производит небольшое количество стероидных половых гормонов андрогенов и эстрогенов. Главными источниками стеро­идных половых гормонов, однако, служат половые железы, и про­дукции половых гормонов корой надпочечников придают функ­циональное значение только в необычных условиях, когда на пу­тях биосинтеза в надпочечных железах появляются дефекты ферментов. Функциональное подразделение биосинтетической ак­тивности коры надпочечников по анатомическим областям осно­вано на результатах гистологических и гистохимических иссле­дований этой ткани после «удаления» ее специфических стимуля­торов. Гипофизэктомия и вызываемое ею отсутствие АКТГ приво­дят к атрофии пучковой и сетчатой зон, тогда как в клубочковой зоне появляются очень небольшие изменения. В то же время хро­ническая нагрузка натрием вызывает избирательную атрофию клубочковой зоны. Наоборот, при длительной стимуляции АКТГ или ограничении потребления натрия возникает соответственно гипертрофия пучковой и сетчатой или клубочковой зоны. Как будет показано далее, некоторые специфические ферменты, необ­ходимые для образования минерале- и глюкокортикоидов, обнаруживаются только в специфических зонах коркового слоя над­почечников.

СТАДИИ БИОСИНТЕЗА

Биосинтез стероидных гормонов проходит сложную последова­тельность контролируемых ферментами этапов (рис. 3—17 [37, 38]. Ближайшим химическим предшественником надпочечнико­вых стероидов является холестерин, который не только поглоща­ется клетками коры надпочечников из крови, но и образуется внутри этих клеток. Синтез холестерина начинается с ацетил-СоА и проходит через ряд промежуточных продуктов. Точное соотно­шение поглощенного из крови и образованного в самих клетках холестерина неизвестно, но, по-видимому, оба процесса играют существенную роль в обеспечении биосинтеза стероидных гормо­нов необходимым субстратом. Холестерин, будь то поглощенный из крови или синтезированный в коре надпочечников, накапли­вается в цитоплазматических липидных каплях (см. раздел, по­священный клеточному пути биосинтеза). Затем в митохондриях холестерин превращается в прегненолон путем образования вна­чале 20а-оксихолестерола, потом 20а, 22-диоксихолестерола и, на­конец, расщепления цепи между 20-м и 22-м углеродным атомом с образованием прегненолона. Считается, что превращение холе­стерина в прегненолон является ограничивающим скорость этапом биосинтеза стероидных гормонов и что именно этот этап кон­тролируется стимуляторами надпочечников: АКТГ, калием и ан­гиотензином II. В отсутствие стимуляторов надпочечники образуют очень мало прегненолона и стероидных гормонов. Пре­гненолон трансформируется в глюко-, минералокортикоиды и по­ловые гормоны тремя разными ферментативными реакциями. Ос­новной путь, наблюдаемый в пучковой зоне, включает дегидриро­вание 3|3-гидроксильной группы прегненолона с образованием прегн-5-ен-3,20-диона, который затем подвергается изомеризации в прогестерон. В результате серии гидроксилирований прогесте­рон превращается в 17а-оксипрогестерон под влиянием системы 17а-гидроксилазы, а затем в 17а, 21-диоксипрогестерон (17a-оксидезоксикортикостерон, 11-дезоксикортизол, соединение S) и, на­конец, в кортизол в ходе 11b-гидроксилирования (соединение F). У крыс главным глюкокортикоидом, синтезируемым в коре над­почечников, является кортикостерон; небольшое количество кор­тикостерона продуцируется и в коре надпочечников человека. Путь синтеза кортикостерона идентичен таковому кортизола, за исключением лишь отсутствия этапа 17а-гидроксилирования. Альдостерон образуется из прегненолона в клетках клубочко­вой зоны путем, отличающимся от пути синтеза кортизола нес­колькими моментами. Клубочковая зона не содержит 17a-гидроксилазы и поэтому лишена способности синтезировать кортизол. Вместо него образуется кортикостерон, часть которого под дейст­вием 18-гидроксилазы превращается в 18-оксикортикостерон и за­тем под действием 18-оксистероиддегидрогеназы — в альдостерон. Поскольку 18-оксистероиддегидрогеназа обнаружена только в клу­бочковой зоне, считается, что и синтез альдостерона ограничен этой зоной.

Рис. 3—17. Схематическое изображение внутриклеточного процесса биосин­теза кортикостероидов в надпочечниках. Следует обратить внимание на точку разветвления путей после образования прогестерона, в которой на­чальное 21-гидроксилирование приводит к образованию минералокортикои­дов (кортикостерон, альдостерон), а 17-гидроксилирование — к образованию глюкокортикоидов (кортизол) [Malamed, 39].

Хотя главными физиологически значимыми стероидными гор­монами, продуцируемыми корой надпочечников, являются корти­зол и альдостерон, эта железа образует и небольшие количества андрогенов и эстрогенов, синтезируемых 3-м путем, в ходе кото­рого 17,20-десмолаза превращает 17-оксипрогненолон и 17а-окси-ирогестерон в слабые андрогены дегидроэпиандростерон и D⁴-андростендион соответственно. Небольшие количества этих андро­генов превращаются в андрост-4-ен-3,17-дион и тестостерон. По всей вероятности, из тестостерона образуются также небольшие количества эстрогена 17бета-эстрадиола.

В норме превращение прегненолона в конечные продукты — кортизол, альдостерон, кортикостерон и дегидроэпиандростерон — происходит столь быстро, что эти продукты (но ни один из интермедиатов) являются единственными, которые накапливаются в количествах, достаточных для обеспечения физиологически зна­чимой секреции.

Различные ферменты, принимающие участие в биосинтезе сте­роидов, можно разделить на три класса: гидроксилазы и лиазы (отщепляющие боковые цепи), требующие кислорода и НАДФ-Н; дегидрогеназы, которые используют НАД⁺ в качестве акцептора водорода и катализируют обратимые реакции; изомеразы, коферменты которых не идентифицированы. Гидроксилазы включают в себя несколько белков; они идентифицированы как ФАД-со дер­жащий флавопротеин, негемовый железопротеин — адренодоксин и протопорфирин, гемопротеин — цитохром Р-450.

Источником восстановительной энергии для гидроксилирования является НАДФ-Н. В митохондриях и гладком эндоплазматиче­ском ретикулуме, по-видимому, происходят близкие мультикомионентные реакции гидроксилирования. Однако компоненты сис­тем в органеллах обоих типов различаются. В митохондриях для переноса электронов на цитохром С или цитохром Р-450 необхо­дим как специфический флавопротеин, так и адренодоксин. В эн­доплазматическом ретикулуме главным участником переноса элек­тронов является другой флавопротеин, непосредственно восста­навливающий цитохром С; перенос же электронов на цитохром Р-450 облегчается, по-видимому, фосфолипидом.

Следует отметить существование врожденных клинических со­стояний, обусловленных дефицитом одного или нескольких фер­ментов, участвующих в реакциях биосинтеза. В этих условиях скорость ограничивающим становится тот этап биосинтетического процесса, который катализируется дефицитным ферментом, при­чем накапливаются и секретируются в избыточных количествах предшественники (субстраты) замедленной реакции. В настоящее время выяснены следующие клинические формы этих состояний дефицит 2-гидроксилазы (встречается чаще всего), сочетание де­фицита 21-гидроксилазы с дефицитом 18-гидроксилазы, дефицит 11-гидроксилазы и 17-гидроксилазы. Еще две формы являются следствием дефицита либо 3b-оксистероид-дегидрогеназы, либо 18-оксидегидрогеназы. Все эти ферментные блоки приводят к не­достаточной продукции и секреции кортизола — наиболее важного регулятора выделения АКТГ по принципу обратной связи. В ре­зультате уровень АКТГ в крови резко повышается и кора надпо­чечников становится объектом интенсивной стимуляции. Развива­ется выраженная гиперплазия ее. Продукция стероидов, образующихся проксимальнее заблокированного этапа процесса биосинтеза, увеличивается во много раз и достигает патологиче­ского уровня. Например, при недостаточности активности 21-гид­роксилазы вследствие дефицита кортизола и альдостерона возни­кают гипогликемия и потеря соли, а вследствие избыточной продукции слабых андрогенов — дегидроэпиандростерона и D⁴-андростендиона — развивается выраженная вирилизация. Лечение кортизоном или кортизолом приводит к подавлению секреции АКТГ и снижению количества секретируемых надпочечниковых андрогенов.

Некоторые вещества оказывают избирательное ингибиторное действие на ферменты стероидогенеза. Метиранон, 2-метил-1,2-ди-3-пиридил-1-пропанон (SU 4885), снижает или полностью ин­гибирует 11b-гидроксилазу, что приводит к снижению секреции кортизола и одновременному увеличению секреции дезоксикортикостерона и 11-дезоксикортизола вследствие увеличения секреции АКТГ. Доказана большая клиническая польза метирапонового теста на функциональную целостность надпочечниково-гипофизарной оси; адекватное повышение уровня 11-дезоксикортизола в крови или 17-оксистероидных метаболитов в моче после введения этого вещества является веским доказательством сохранения функ­ции как коры надпочечников, так и гипофиза. Аминоглютетимид (2-этил-2-аминофенил глютарамид) тормозит превращение холе­стерина в 20a-оксихолестерол; это приводит к накоплению холе­стерина в коре надпочечников и ингибированию синтеза кортикоидов. Соединение 1,1-дихлор-2-(о-хлорфенил)–2-(р-хлорфенил)-этан (о, р-ДДД) вызывает дегенеративные изменения именно в митохондриях надпочечников, вследствие чего тормозится секре­ция адренокортикостероидов. Механизм действия этого вещества сводится, по-видимому, к широкому угнетению активности мно­гих ферментов коры надпочечников. Как аминоглютетимид, так и о, р-ДДД с определенным успехом применяются в лечении кар­циномы коры надпочечников.

Рис. 3—18. Часть адренокортикальной клетки крысы. а — ЛК — липидная капля: М — митохондрия; ГЭР — гладкий эндоплазматический ретикулум; ПМ — плазматическая мембрана. Следует обратить внимание на скуд­ность шероховатого эндоплазматического ретикулума. х21 000; б — круглые струк­туры в матриксе митохондрий — это срезы через пузырьки и в некоторых случаях— через трубочки. Стрелками показаны взаимосвязи между трубочками и/или пузырь­ками (см. рис. 3—19) (Malamed). Электронная микрофотография. х42 700.

СУБКЛЕТОЧНАЯ ЛОКАЛИЗАЦИЯ ЭТАПОВ БИОСИНТЕЗА

Исследование ультраструктуры клеток паренхимы коры надпочеч­ников млекопитающих выявило три четкие особенности, свойст­венные этому органу и некоторым другим стероидпродуцирующим клеткам, таким, как интерстициальные клетки яичников и семен­ников (рис. 3—18) [39]. Этими особенностями являются: 1—при­сутствие широкой сети гладкого эндоплазматического ретикулума без прикрепленных к нему рибосом и практически отсутствие ШЭР; 2 — присутствие большого количества липидных капель; 3 — присутствие высокоспециализированных и характерных ми­тохондрий, структурно отличающихся от митохондрий других клеток тем, что они содержат трубчатые, пальцевидные инвагинации в складках внутренней мембраны (кристах) (рис. 3—19) Эти ультраструктурные особенности соответствуют особенностям биосинтеза стероидных гормонов в клетках коры надпочечников. Ферментативные этапы биосинтеза стероидов в клетке локализу­ются внутри мембран гладкого эндоплазматического ретикулума и митохондрий. Липидные капли содержат холестерин — сырой материал для синтеза стероидов; внутри капель заключено 75% общего количества холестерина в клетке, 8% находится в глад­ком эндоплазматическом ретикулуме, а остальное—в митохонд­риях.

Рис. 3—19. Предполагаемое строение митохондрий клеток коры надпочеч­ников. Рисунки выполнены на основе электронно-микроскопической карти­ны поперечных срезов адренокортикальных клеток (см. рис. 3—186) (Malamed [39]).

Относительная скудность рибосом отражает тот факт, что фер­менты, участвующие в отдельных реакциях биосинтеза гормонов, стабильны, не покидают клетку и обладают длительным перио­дом полужизни в клетке. Эта особенность клеток коры надпочеч­ников резко отличает их от клеток, секретирующих белковые гор­моны, и, например, от клеток мозгового слоя надпочечников, в котором ключевой фермент синтеза катехоламинов — b-гидроксилаза — секретируется из клетки. В клетках, богатых рибосо­мами и ШЭР, кругооборот белков происходит с высокой ско­ростью и соответственно требуется большая скорость синтеза белка, чтобы возместить потери его в результате секреции во внеклеточное пространство.

Исследования с фракционированием клеток и применением цитохимической идентификации отдельных процессов способст­вовали выяснению локализации ферментов биосинтеза в тех или иных субклеточных пространствах (см. рис. 3—17). Необходимо учитывать, однако, возможность получения артефактов в связи с неспецифической адсорбцией ферментов на субклеточных фрак­циях. Ионы ацетата полимеризуются в холестерин из ацетил-СоА в гладком эндоплазматическом ретикулуме. У животных некото­рых видов определенные количества холестерина поступают в клетку и пз плазмы крови. Последующие реакции протекают в митохондриях, где холестерин превращается в прегненолон. Прегненолон покидает митохондрию и вновь проникает в гладкий эндоплазматический ретикулум, в котором образуется прогесте­рон и, следуя по глюкокортикоидному пути, далее гидроксилируется в 17-м и 21-м положениях, образуя 17-окси-дезоксикортикостерон (11-дезоксикортизол). Последний этап—11-гидроксилирование — происходит в митохондриях. Образование минералокорти­коидов несколько отличается от образования глюкокортикоидов. Оба эти пути расходятся на стадиях после образования прогесте­рона. Альдостерон синтезируется за счет 21-гидроксилирования прогестерона в гладком эндоплазматическом ретикулуме, вслед за чем происходят 11-, 18-гидроксилирование и, наконец, превра­щение под действием 18-дегидрогеназы; все эти процессы проте­кают в митохондриях (см. рис. 3—17).

Тесное сопряжение ферментативных реакций, протекающих в митохондриях и гладком эндоплазматическом ретикулуме, под­тверждается ультраструктурными наблюдениями, свидетельствую­щими о близком соседстве митохондрий, эндоплазматического ре­тикулума и липидных капель. Высокая складчатость и трубчатая структура митохондриальных и ретикулярных мембран создает большую поверхность, на которой могут разворачиваться фер­ментативные процессы.

Если схема, приведенная на рис. 3—17, верна, то внутрикле­точная локализация стероидогенеза трижды перемещается из гладкого эндоплазматического ретикулума в митохондрии. Это предполагает перемещение субстратов или мембран органелл или тех и других вместе. Клеточные и молекулярные механизмы, на­правляющие эту серию внутриклеточных транслокаций, точно не известны.

Транспорт прегненолона из митохондрий в эндоплазматиче­ский ретикулум зависит не от связывания с белками цитозоля, а скорее от сильной ассоциации с какими-то молекулами в эн­доплазматическом ретикулуме. Это обеспечивает в равновесных условиях высокую концентрацию прегненолона в эндоплазмати­ческом ретикулуме по сравнению с его концентрацией в цитозоле. Такой перенос в эндоплазматический ретикулум поддерживает разницу концентраций между митохондриями и цитозолем, что, по-видимому, и обеспечивает постоянную диффузию из митохон­дрий.

Очертить морфологию пути секреции стероидных гормонов в клетках коры надпочечников не представляется возможным. Не удается точно идентифицировать дискретные секреторные гра­нулы или пузырьки. Одной из причин отсутствия сведений по этому вопросу является накопление лишь очень малого количест­ва стероидных гормонов перед их выделением из железы. Мор­фологическое следствие такого отсутствия отложения гормонов заключается в том, что в клетках коры надпочечников присутствует, вероятно, очень мало органелл (гранул, пузырьков), в ко­торых обычно хранятся внутриклеточные запасы веществ. Воз­можно, однако, что какая-то часть липидных капель, в избытке присутствующих в клетке, содержит стероидные гормоны, высво­бождающиеся из клетки путем экзоцитоза.

РЕГУЛЯЦИЯ СЕКРЕЦИИ

Регуляция функции коры надпочечников будет рассмотрена на примере некоторых сторон контроля за секрецией и синтезом кор­тизола.

Наиболее важным, если не единственным, физиологическим регулятором продукции кортизола является. АКТГ [40, 41]. Дли­тельное повышение уровня АКТГ в крови, наблюдаемое при неко­торых опухолях гипофиза или других, не гипофизарных, опухо­лях с эктопической продукцией АКТГ, сопровождается гипер­плазией надпочечников и гиперкортицизмом. Напротив, гппофизэктомия приводит к атрофии надпочечников, особенно пучковой и сетчатой зон. Синтез и секреция АКТГ в свою оче­редь регулируются уровнем кортизола в крови путем замыкания ингибиторной петли обратной связи непосредственно на аденогипофизе. Полагают, что кортизол может действовать также на гипоталамические и другие мозговые центры, регулируя продук­цию кортикотропин-рилизинг фактора, но убедительных доказа­тельств существования такого регуляторного пути пока не полу­чено. Несомненно, однако, что влияние ЦНС является важной детерминантой высвобождения АКТГ. Разнообразные стрессы, та­кие, как гипогликемия, тяжелая травма и болезни, а также эмо­циональные стрессы, стимулируют секрецию АКТГ, несмотря на присутствие в крови таких уровней кортизола, которые в норме оказывают ингибиторное действие. Основной регулятор секреции АКТГ и, следовательно, продукции кортизола, по всей вероятно­сти, действительно образуется в головном мозге. Уже много лет известно, что секреция АКТГ и кортизола обнаруживает суточные ритмы, определяемые «биологическими часами», расположенными в головном мозге и подчиняющимися конкретным циклам свет — темнота и/или бодрствование — сон [42, 43]. У здоровых людей, бодрствующих днем и спящих ночью, максимальная скорость секреции приходится на период между полуночью и рассветом, а минимальная регистрируется после полудня и ранним вечером. Примерно 80—90% общей суточной секреции кортизола приходится на период между 4 и 6 ч утра. В интервале между этими периодами железа остается в спокойном состоянии. Подробные исследования характера секреции у здоровых людей, проводимые путем анализа проб крови, отбираемых в течение 24 ч с частыми интервалами, обнаружили существование нерегулярных выбросов

АКТГ и кортизола, разделенных промежутками полного отсутст­вия секреции [44]. Такая эпизодическая секреция, по-видимому, вообще характерна для гормонов передней доли гипофиза, по­скольку СТГ, пролактин, ЛГ и ФСГ также секретируются «вспышками». Причины и физиологическая значимость такого нерегулярного характера секреции не известны. Эта нерегуляр­ность не определяется соответствующими колебаниями уровня со­держания в крови тех или иных гормонов, продукция которых контролируется гипофизарными гормонами, но накладывается на гораздо более широкие во времени колебания, реципрокно свя­занные с уровнем в крови продуктов, выделяемых органами-ми­шенями.

Влияние АКТГ на секрецию кортизола надпочечниками про­является быстро [41]. Повышение уровня кортизола в крови от­мечается уже в пределах 2—3 мин после введения АКТГ чело­веку или экспериментальному животному. Поскольку клетки ко­ры надпочечников содержат мало депонированного кортизола, эти быстрые эффекты АКТГ предполагают повышение скорости био­синтеза стероидов, а не ускорение секреции уже готового гормо­на. Такое быстрое действие должно сказываться на реакциях, происходящих до гидроксилирования и отщепления боковой цепи холестерина или во время этих процессов и обусловливающих образование прегненолона, поскольку именно этот этап иденти­фицирован в качестве скорость ограничивающего в процессе био­синтеза стероидов.

МЕХАНИЗМ ДЕЙСТВИЯ АКТГ

Считают, что в клеточных механизмах, с помощью которых АКТГ влияет на высвобождение и синтез кортизола и других стероид­ных гормонов коры надпочечников, участвует активация связан­ной с клеточной мембраной аденилатциклазы, подобно тому, что наблюдается при активации секреторных и клеточных процессов во многих других тканях [41]. АКТГ специфически и с высоким сродством связывается с рецепторами, расположенными на плаз­матической мембране клеток коры надпочечников, что приводит к активации аденилатциклазы и образованию цАМФ. Последую­щие молекулярные реакции менее выяснены, но, по всей вероят­ности, цАМФ обусловливает фосфорилирование одной или более протеинкиназ, тем самым переводя их из неактивных комплексов в форму активных каталитических субъединиц, которые в свою очередь фосфорилируют и, следовательно, активируют ферменты, принимающие участие в процессах биосинтеза стероидов. Точная природа последних стадий в серии происходящих реакций не из­вестна, и модели, изображающие эти реакции, в настоящее время следует считать лишь предположительными. Одна такая модель представлена на рис. 3—20. Эта схема предусматривает возмож­ность двух, не противоречащих имеющимся сведениям, реакций, с помощью которых фосфорилированные протеинкиназы контролируют (активируют) ранние стадии синтеза стероидов. Одна из них предполагает повышение внутримитохондриального связыва­ния холестерина и цитохрома Р-450, что является важным этапом ферментативного гидроксилирования и отщепления боковой цепи холестерина с образованием прегненолона вследствие активации гипотетического лабильного интермедиата (холестерин-Р-450).

Другой реакцией, которая могла бы контролироваться акти­вированной протеинкиназой, является фосфорилирование и по­следующая активация цитоплазматического фермента холестеринэстеразы, которая расщепляет эфир холестерина с образованием свободного холестерина. Эти предполагаемые объекты действия протеинкиназ соответствуют данным, полученным при кинетиче­ском анализе скорости реакций на различных стадиях биосинтеза стероидов и показавшим, что скорость ограничивающим этапом яв­ляется превращение холестерина в прегненолон.

Рис. 3—20. Предполагаемый механизм действия АКТГ на клетку коры надпочечника. Согласно этой модели, АКТГ не проникает в клет­ку, а стимулирует продукцию второго медиатора—цАМФ—путем актива­ции связанной с рецептором аденилатциклазы в плазматической мембране. Холестерин может образовываться в гладких микросомах до проникнове­ния в липидные капли (см. рис. 3—19) (Simpson E.R. и соавт., J. Biol. Chem., 1978, 235, 3135),

ВИТАМИН D: БИОГЕНЕЗ И МЕТАБОЛИЗМ

В начале века впервые был обнаружен и назван витамином D жирорастворимый фактор, содержащийся в печеночной ткани жи­вотных и рыб и обладающий способностью излечивать рахит. Позднее было показано, что аналогичный антирахитический фак­тор может образовываться в коже млекопитающих и в некоторых растениях (зерновые, бобовые) под влиянием ультрафиолетовых лучей [45, 46]. Это открытие означало, что данный фактор не яв­ляется витамином в строгом смысле, поскольку он вырабатыва­ется в коже и переносится кровью к объектам своего действия в отдаленных тканях-мишенях, что является характерной особен­ностью гормонов. Таким образом, витамин D представляет собой и витамин, если он поступает в организм извне, и гормон, если он образуется в коже под действием ультрафиолетовых лучей.

ХИМИЯ

Исследования, проведенные до 30-х годов, привели к выяснению структуры витаминов D3 (холекальциферол) и D2 (эргокальциферол), которые представляют собой 9,10-секо-производные 7-дегидрохолестерина (холеста-D^5,7-диена) и эргостерола (эргоста-D^5,7-диена), соответственно [47, 48]. Витамин D3—это именно та форма витамина, которая образуется в коже под влиянием уль­трафиолетовых лучей и депонируется в печени, а витамин D2 образуется при облучении растительных стеролов.

Интенсивные исследования, проведенные в течение последних 20 лет, позволили расшифровать процесс биосинтеза, включающий последовательное гидроксилирование, которое превращает неак­тивные стероловые предшественники в активную форму витами­на D — 1,25-диоксивитамин D [1,25 (OH)₂D] [49—51].

ЭТАПЫ БИОСИНТЕЗА: ФОТОБИОГЕНЕЗ И МЕТАБОЛИЗМ

Схема стадий биосинтеза витамина D3 (холекальциферол) при­ведена на рис. 3—21. Субстратом синтеза 7-дегидрохолестерина — «провитамина» служит ацетил-СоА. Ультрафиолетовый фотолиз провитамина приводит к образованию 6,7-цис изомера, называе­мого «провитамин D3» (преD3). Этот изомер под действием тем­пературы превращается в коже в витамин D3. Аналогичная груп­па реакций наблюдается и при образовании витамина D2 (эргокальциферол) из провитамина эргостерола. Витамины В3 и Da затем транспортируются на специфических, связывающих вита­мин D, белках плазмы в печень, где карбоксилируются по 25-му углеродному атому (С-25) с образованием одного из главных циркулирующих в крови метаболитов — 25-оксивитамина D (25-OHD). Хотя именно печень является главным местом 25- гид­роксилирования витамина D, однако в некоторой степени оно про­исходит и в других органах. Витамин D3 25-гидроксилаза лока­лизуется в микросомах печени (и других органов), причем фер­ментативная реакция в качестве кофакторов требует восстановленного НАДФ и молекулярного кислорода. В физиоло­гических концентрациях ни витамин D, ни 25-OHD не способны стимулировать транспорт кальция в кишечнике или мобилизацию кальция из костей.

Конечной активной формой витамина является 1,25(ОН)₂D. Этот дважды гидроксилированный метаболит образуется в почках путем гидроксилирования 25-OHD, синтезируемого в печени и транспортируемого белковыми переносчиками плазмы в почки. Считается, что почки являются главным, если не единственным местом локализации la-гидроксилазы 25-OHD. В отличие от 25-гидроксилазы витамина D, которая присутствует в печеночных микросомах, 1a-гидроксилаза 25-OHD локализуется в митохонд­риях почечных клеток, и реакция гидроксилирования требует присутствия НАДФ-Н, молекулярного кислорода и ионов магния. Кроме того, этот фермент представляет собой оксидазу со сме­шанными функциями, зависимую от цитохрома Р-450. 1,25(OH)2D транспортируется белками-переносчиками плазмы в специфиче­ские клетки-мишени кишечника и скелета, где и оказывает свое биологическое действие. О точной природе белков плазмы, уча­ствующих в транспорте витамина D и его метаболитов, известно мало. По-видимому, они являются a-глобулинами, но не ясно, один или несколько белков выполняют эту транспортную функ­цию.

Рис. 3—21. Начальные этапы биосинтеза витамина D. 7-Дегидрохолестерин (провитамин D), образующийся из ацетил-СоА, накапливается в коже, где в ответ на солнечное или ультрафиолетовое излучение вследствие фото­метаболизма превращается в витамин В3 (холекальциферол) через проме­жуточные стадии, включающие образование превитамина D.

Механизм действия 1,25(OH)₂D, очевидно, сходен с механиз­мом действия надпочечниковых и половых стероидов тем, что в нем участвует связывание дигидроксилированного витамина с ци­тозольными рецепторными белками. Витаминорецепторный комп­лекс затем транслоцируется в ядро, в котором он стимулирует синтез РНК и в результате синтез связывающих и/или транспор­тирующих кальций белков. Современные данные убедительно свидетельствуют о том, что 1,25(OH)₂D является конечной ак­тивной формой витамина и что она представляет собой конечный продукт последовательных реакций гидроксилирования. Через несколько часов после введения животным меченого 1,25 (ОН)₂D, когда уже отчетливо виден транспорт кальция в кишечнике и скелете, большую часть меченого вещества удается обнаружить в неизмененном виде; это свидетельствует о том, что для проявления биологической активности дальнейший метабо­лизм не требуется. Некоторые исследователи, однако, в экстрактах кишечника идентифицировали небольшие количества трижды гидроксилированного метаболита — 1,24,25-триоксивитамина D, — причем кишечник содержит, по-видимому, и фермент, способный гидроксилировать 1,25 (ОН)₂D в 24-м положении. Таким образом, возможно, хотя и не доказано, что определенная часть биологической активности 1,25(OH)₂D в кишечнике обусловлена его гидроксилированием в 1,24,25 (ОН)₂D. Помимо уже описанных реакций гидроксилирования, в почках и, вероятно, в других тка­нях присутствуют активности, гидроксилирующие 25-OHD в 24-м положении, что приводит к образованию 24,25 (ОН)₂D. Биологи­ческие эффекты этого особого дважды гидроксилированного ме­таболита выяснены неполностью. По крайней мере, одна из его функций могла бы заключаться в ингибировании секреции па­ратиреоидного гормона (см. далее).

Биосинтетический путь образования биологически активного витамина D через последовательные реакции гидроксилирования отличается от пути образования стероидных гормонов надпочеч­ников по крайней мере одним интересным аспектом. Все фермен­тативные стадии, необходимые для гидроксилирования и синтеза стероидных гормонов надпочечников, происходят в одном и том же органе — коре надпочечников, и в одной и той же клетке ко­ры, хотя и в разных субклеточных органеллах. В отличие от это­го, различные этапы гидроксилирования на пути синтеза ди- и тригидроксилированных метаболитов витамина D происходят по крайней мере в трех разных органах (кожа, печень и почки), что делает необходимым существование высоко избирательных про­цессов захвата, ферментативной модификации и выделения мета­болитов, равно как и транспорта промежуточных метаболитов из органа в орган через кровоток. Факт столь разительного отличия путей биосинтеза, происходящего в ходе последовательного гид­роксилирования этих двух видов стероидных гормонов безусловно интересен. Хотя причины таких различий не известны, можно было бы предположить, что они связаны с эволюцией механизма, обеспечивающего существование множества пунктов, в которых происходит регуляция образования активной формы витамина D.

РЕГУЛЯЦИЯ

Главная регулируемая стадия биосинтеза витамина D локализу­ется на уровне превращения 25-OHD в 1,25 (ОН)₂D под влиянием 1a-гидроксилазы 25-OHD в почках. Биосинтез витамина может в какой-то степени регулироваться и на уровне 25-гидроксилирования в печени, а также на уровне превращения провитамина D в витамин D в коже, но общее значение этих регуляторных эта­пов не выяснено.

Рис. 3—22. Схематическое изображение предполагаемых пунктов регуляции в процессе метаболизма витамина D.

1 — 25-гидроксилирование в печени; 2 — 1-гидроксилирование в почках: паратиреоидный гормон стимулирует, а гиперфосфатемия подавляет превращение 25-оксивигамина D3 в 1,25-диоксивитамина D3: 3 — действие 1,25-диоксивитамина D3 на цито­зольные рецепторы в кишечнике и кости — главных органах-мишенях (НаЬег J.F., Mahaffey J.E., Ann. Rev. Med., 1978, 29, 327). 

С физиологической точки зрения важно, что активность по­чечной 1a-гидроксилазы 25-OHD находится в обратной зависимо­сти от уровня ионизированного кальция во внеклеточной жидко­сти. Так, снижение уровня ионизированного кальция в плазме приводит к усилению образования 1,25 (ОН)₂D из его предшест­венника 25-OHD и, наоборот, повышение уровня кальция подав­ляет образование дигидроксилированного метаболита. В первом случае всасывание кальция в кишечнике и резорбция его из ске­лета стимулируются, тогда как во втором случае эти процессы тормозятся и, таким образом, происходит обратный сдвиг уровня кальция во внеклеточной жидкости в направлении его нормали­зации. Однако кальций, вероятно, изменяет активность 1a-гидрок­силазы не непосредственно. Он осуществляет свое влияние опо­средованно путем регуляции высвобождения паратиреоидного гор­мона в кровь, а паратиреоидный гормон уже действует на почки, регулируя степень гидроксилирования в 1-м положении (рис. 3—22). По-видимому, это действие паратиреоидного гормона на процесс 1-гидроксилирования также не прямое, а опосредуется влиянием гормона на трансмембранные потоки фосфатного иона в клетках почечных канальцев. Активность la-гидроксилазы, очевидно, непосредственно зависит от окружающей концентрации фосфатного иона; гипофосфатемия стимулирует, а гиперфосфате­мия угнетает образование 1, 25(OH)₂D.

Помимо фосфатных ионов, оказывающих сильное влияние на. скорость образования 1,25 (ОН)₂D, другие факторы могут регули­ровать или модулировать активность 1a-гидроксилазы и в резуль­тате—количество 1,25 (ОН)₂D, продуцируемое почками. К таким факторам относятся пролактин, половые стероиды, глюкокорти­коиды и инсулин. Относительное значение этих гормонов в регу­ляции биосинтеза витамина D в настоящее время не известно, по возможность участия некоторых гормонов гипофиза половых желез и поджелудочной железы в регуляции биосинтеза и мета­болизма витамина D открывает новые интересные области иссле­дования сложных взаимоотношений гормональных эффектов в ре­гуляции метаболизма кальция в костях скелета.

содержание   ..  1  2  3  4  ..